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NUEVO REGISTRO DE Leratiomyces ceres (BASIDIOMYCOTA, STROPHARIACEAE) PARA COLOMBIA

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El objetivo de este informe es presenter a Leratiomyces ceres (Cooke & Massee) Spooner & Bridge 2008, macromiceto registrado por primera vez para la biota fungica de Colombia. Se especifican sus caracteres morfológicos macro y microscópicos que determinan a la especie, así como tambien información respecto a su ecología y distribución en el país. Con esta contribución, el genero Leratiomyces queda representado para el país por esta única especie. La especie se ha citada para Colombia desde el 2016 por Chivatá T. & Arias C. en otros trabajos previos a este informe
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INFORME #6 COLOMBIA FUNGI 22/6/2018
MACROMICETOS DE BOGOTÁ
XYLARIA Hongos de Colombia
NUEVO REGISTRO DE Leratiomyces ceres
(BASIDIOMYCOTA, STROPHARIACEAE) PARA COLOMBIA
NEW RECORD OF Leratiomyces ceres
(BASIDIOMYCOTA, STROPHARIACEAE) FOR COLOMBIA
Teodoro Chivatá Bedoya teodorot@outlook.es
Laura Camila Arias Caro lcariasc@correo.udistrital.edu.co
Elaborado el 22 de Junio del 2018
Universidad Distrital Francisco José de Caldas, Xylaria Hongos de Colombia
Instituto Politécnico Industrial de Telecomunicaciones
El objetivo de este informe es presenter a Leratiomyces ceres (Cooke & Massee) Spooner & Bridge 2008, macromiceto
registrado por primera vez para la biota fungica de Colombia. Se especifican sus caracteres morfológicos macro y
microscópicos que determinan a la especie, así como tambien información respecto a su ecología y distribución en el país.
Con esta contribución, el genero Leratiomyces queda representado para el país por esta única especie.
La especie se ha citada para Colombia desde el 2016 por Chivatá T. & Arias C. en otros trabajos previos a este informe:
https://www.researchgate.net/publication/315723972_Hongos_en_Humedales_de_Bogota_DC_Colombia_Macromicetos_y_Mixomicetos / https://flic.kr/p/GxknA9
https://www.researchgate.net/publication/327495931_Macromicetos_de_Bogota_Colombia
Figura 1. Basidioma de Leratiomyces ceres
INaturalista https://colombia.inaturalist.org/observations/40641362
Mushroom observer https://mushroomobserver.org/262795?q=1JAuH
Los ejemplares fueron registrados en el Humedal La Conejera y posteriormente determinados por los autores el 5 de junio
del 2016 en los laboratorios de biología de la UDFJC.
A continuación, se realiza su respectiva descripción: basidioma estipitado, lignicola, principalmente gregario, en ocasiones
solitario o cespitado, no higrofano, píleo de 5 a 7 cm de diámetro, hemisférico en un principio, luego pasa a ser plano
convexo con el centro umbonado, orbicular (vista apical). Margen recto, entero y ligeramente ondulado, de superficie glabra,
viscida y brillosa, que luego pasa a ser seca y opaca, de color rojo que tiende a oscurecerse con el tiempo, con escamas
blancas y fasciculadas en el margen, originadas por restos del velo universal. Himenio con lamelas y lamélulas, se
encuentran próximas entre sí (apretadas), adnadas a ligeramente uncinadas, anchas, de borde liso, lamélulas atenuadas, de
color café claro principio, después gris violáceo y finalmente púrpura negruzco, arista entera, blanquecina. Contexto
homegeneo y hueco. Esporada de color marron oscuro. Estípite de 4-8 cm de largo x 0.4-0.5 cm de ancho, cilíndrico, central,
sub-bulboso y con tomento basal con cordones miceliares (rizomorfos), de color blanco con zonas de color naranja rojizo
que se intensifica con el tiempo, de superficie pruinosa. Se engrosa ligeramente hacia la base. En algunos ejemplares se
logra observar un anillo en banda (rudimentario) adherido al estípite, delgado y efimero. De consistencia fibrosa. Sin olor o
sabor apreciable. Basidiosporas elipsoidales, lisas, de paredes gruesas, con poro germinal.
Cararcteristicas como el color , forma y tamaño varia según estado de desarrollo, para ver registros de los autores en Bogotá
D.C. (Humedal La Conejera, Humedal Cordoba, Humedal La Florida y Cerros Orientales)
2014-2018, https://colombia.inaturalist.org/observations?place_id=any&subview=table&taxon_id=53282&user_id=teodoro_chivatabedoya&verifiable=any
2016, https://www.researchgate.net/publication/315723972_Hongos_en_Humedales_de_Bogota_DC_Colombia_Macromicetos_y_Mixomicetos
*Registros fotográficos por Teodoro Chivatá, Bogotá 2016-2018
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Figura 2. Leratiomyces ceres. A. B. Superficie del pileo (cutícula). C. Himenio. D.E. Vista lateral. F. Basidioma maduro que tiende a
la secarse y plegarse hacia ariba. G. H. Crecimiento gregario. I.J.K. Himenio de basidiomas jovenes. L. Estípite con tomento basal.
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Figura 4. Esporada de color marron
oscuro.
Figura 3. Microscopia de L. ceres. A.B. Basidio tetraspórico. C. Cistidio. D.E. Basidiosporas. F-H. Hifas paralelas y
presencia de fibula. Registro fotográficos por Teodoro Chivatá, Bogotá 2016-2018.
El trabajo de microscopia se realizó con un Microscopio Zeiss de Luz Halogena 6v
30w y reactivos rojo congo, melzer e hidróxido de potasio (KOH) 5%. Se observan
basidios tetraspóricos, claviformes de 31 x 8 µm, basidiosporas elipsoidales no
amiloides, de color marrón a rojo oscuro, superficie lisa, ligeramente apiculadas, con
poro germinativo evidente (0,8 a 1 µm). Cistidios fusiformes, de 35,7 x 12,7 µm en
general se observan hifas paralelas y presencia de fíbulas.
Posición taxonómica, Hongos, Basidiomycota, Agaricomycotina, Agaricomicetos,
Agaricomycetidae, Agaricales, Strophariaceae, Leratiomyces (Mycobank, 2018;
Indexfungorum.org, 2018). Según Noordeloos M.E., (2011), esta especie cuenta con
aproximadamnete 21 sinonimias. Nombre actual 2018, Leratiomyces ceres (Cooke
& Massee) Spooner & Bridge, Mycotaxon 103: 116 (2008)
Sinonimia:
Agaricus squamosus f. aurantiacus Cooke, Handbook of British Fungi: 199 (1887)
Agaricus ceres Cooke & Massee, Grevillea 16 (79): 72 (1888)
Flammula puiggarii Speg., Boletín de la Academia Nacional de Ciencias en Córdoba 11 (4): 418 (1889)
Hypholoma aurantiaca (Cooke) J. Faus
Hypholoma aurantiacum (Cooke) Faus, Boletín de la Sociedad Micologica Castellana 7: 70 (1982)
Hypholoma puiggarii Raithelh, 1985
Naematoloma aurantiaca (Cooke) Guzmán
Nematoloma aurantiacum (Cooke) Guzmán (1975)
Naematoloma aurantiacum (Cooke) Guzmán, Beihefte zur Nova Hedwigia 51: 114 (1975)
Nematoloma aurantiacum (Cooke) Guzmán ex Singer (1986)
Naematoloma puiggarii Singer, 1969
Psilocybe aurantiaca (Cooke) Noordel., Persoonia 16 (1): 128 (1995)
Psilocybe ceres (Cooke & Massee) Sacc., Sylloge Fungorum 9: 140 (1891)
Psilocybe squamosa var. aurantiaca (Cooke) Papetti: 23 (2011)
Stropharia aurantiaca (Cooke) M. Imai, Journal of the Faculty of Agriculture of the Hokkaido Imperial University 43: 267 (1938)
Stropharia percevalii var. aurantiaca (Cooke) Sacc., Sylloge Fungorum 5: 1016 (1887)
Stropharia squamosa var. aurantiaca (Cooke) Massee, British Fungus-Flora 1: 402 (1892)
Stropholoma aurantiacum (Cooke) Balletto, Micologia Italiana 18 (1): 36 (1989)
Stropholoma aurantiacum (Cooke) Ryman, Funga Nordica: 913 (2008)
Stropholoma aurantiaca (Cooke) Ryman (2008)
Stropharia thrausta; Moreno & Albertó (1996)
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Según Kirk et al. (2008) se han determinado 1316 especies de la familia Strophariaceae, registrandosen en todo el mundo
desde del Ártico a las zonas antárticas (Pegler et al. 1980, Singer 1986, Borgen et al. 2006). Para el caso del Sur y Centro
de américa, se han registrado en total, 281 especies y 7 variedades de esta familia, pertenecientes a 18 géneros (Coimbra
VRM., 2015).
El género Leratiomyces comprende pocas especies, según consulta en index fungorum existen alrededor de 16 especies en
todo el mundo, para Colombia este es el primer registro del género Leratiomyces y la respectiva especie L. ceres
http://www.indexfungorum.org/Names/Names.asp
Leratiomyces atrovirens Bresinsky y Manfr. Binder 1998; Strophariaceae
Leratiomyces ceres (Cooke & Massee) Spooner & Bridge 2008, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces ceres ); Strophariaceae
Leratiomyces coccineus (Massee y Wakef.) Bresinsky y Manfr. Binder 1998; Strophariaceae
Leratiomyces cucullatus (Shope & Seaver) Beever y DC Park 2008, (ver también Species Fungorum: Leratiomyces cucullatus ); Strophariaceae
Leratiomyces erythrocephalus (Tul. Y C. Tul.) Beever y DC Park 2008, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces erythrocephalus ); Strophariaceae
Leratiomyces laetissimus (Hauskn. & Singer) Borov., J. Stříbrný, Noordel., Gryndler & Oborník 2011, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces laetissimus ); Strophariaceae
Leratiomyces magnivelaris (Peck) Bridge & Spooner 2008, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces magnivelaris ); Strophariaceae
Leratiomyces percevalii (Berk. & Broome) Bridge & Spooner 2008, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces percevalii ); Strophariaceae
Leratiomyces riparius (AH Sm.) Redhead 2014, (ver también Species Fungorum: Leratiomyces riparius ); Strophariaceae
Leratiomyces similisBresinsky y Manfr. Binder 1998; Strophariaceae
Leratiomyces similis (Pat. Ex Sacc. Y Trotter) Bresinsky y Manfr. Binder ex Redhead & McNeill 2008, (ver también Species Fungorum: Leratiomyces similis ); Strophariaceae
Leratiomyces smaragdinus Pat. ex Bresinsky y Manfr. Binder 1998; Strophariaceae
Leratiomyces squamosus (Pers.) Bridge & Spooner 2008, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces squamosus ); Strophariaceae
Leratiomyces squamosus var. squamosus (Pers.) Bridge & Spooner 2008; Strophariaceae
Leratiomyces squamosus var. Thraustus (Kalchbr.) Bridge & Spooner 2008, (ver también Species Fungorum:Leratiomyces squamosus ); Strophariaceae
Leratiomyces tesquorum Adamčík & Vizzini 2018, (véase también Species Fungorum: Leratiomyces tesquorum ); Strophariaceae
Para Colombia, la familia Strophariaceae esta representada por las siguientes especies, info recopilada de Vasco A. &
Franco E., 2013. Diversity of Colombian macrofungi (Ascomycota-Basiciomycota). Mycotaxon.
http://www.mycotaxon.com/resources/checklists/VascoPalacios-v121-checklist.pdf
Hypholoma sublateritium (Schaeff.) Quél.
Hypholoma subviride (Berk. & M.A. Curtis) Dennis.
Melanotus alpiniae (Berk.) Pilát.
Melanotus cassiaecolor (Berk.) Singer.
Melanotus dumontii Singer
Naematoloma subviride (Berk. & M.A. Curtis) A.H.
Naematoloma udum (Pers.) P. Karst..
Pholiota aberrans A.H.
Pholiota apiahyna Speg.
Pholiota naucorioides Singer.
Pholiota privigna (Speg.) Singer.
Pleuroflammula squarrulosa Singer.
Psilocybe angustipleurocystidiata Guzmán.
Psilocybe antioquiensis Guzmán, Saldarr., Pineda, G. García & L.-F. Velázquez.
Psilocybe argentina (Speg.) Singer.
Psilocybe bispora Guzmán, Franco-Mol. & Ram.-Guill..
Psilocybe bullacea (Bull.) P. Kumm.
Psilocybe cabiensis Guzmán, M. Torres & Ram.-Guill.
Psilocybe caerulescens Murrill.
Psilocybe caerulescens var. ombrophila R. Heim
Psilocybe castanella var. subhyperella (Singer) Guzmán.
Psilocybe clavata Guzmán.
Psilocybe columbiana Guzmán.
Psilocybe coprophila (Bull.) P. Kumm.
Psilocybe cubensis (Earle) Singer.
Psilocybe fimicola Guzmán.
Psilocybe guatapensis Guzmán, Saldarr., Pineda, G. García & L.-F. Velázquez.
Psilocybe heliconiae Guzmán, Saldarr., Pineda, G. García & L.-F. Velázquez.
Psilocybe hoogshagenii var. hoogshagenii R. Heim.
Psilocybe mexicana R. Heim
Psilocybe montana (Pers.) P. Kumm.
Psilocybe peruviana Singer.
Psilocybe phyllogena (Peck) Peck.
Psilocybe pintonii Guzmán.
Psilocybe pleurocystidiosa Guzmán
Psilocybe plutonia (Berk. & M.A. Curtis) Sacc.
Psilocybe semiangustipleurocystidiata Guzmán, Ram.-Guill. & M. Torres
Psilocybe subacutipilea Guzmán, Saldarr., Pineda, G. García & L.-F. Velázquez
Psilocybe subcubensis Guzmán
Psilocybe subheliconiae Guzmán, Ram.-Guill. & M. Torres.
Psilocybe subhiperella Singer
Psilocybe subhoogshagenii Guzmán, M. Torres & Ram.-Guill.
Psilocybe wrightii Guzmán.
Psilocybe yungensis Singer & A.H. Sm.
Psilocybe zapotecorum R. Heim.
Stropharia semiglobata (Batsch) Quél.
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La literatura la reporta como originaria de Australia y por tal motivo, alóctona en el resto de continentes (Watiling & Gregory
1987; Noordelos, 2011). Ampliamente distribuido en Europa y Norte América (Watiling & Gregory, 1987; Noordeloos,
2011. Daams (1991) menciona que una de sus vías de dispersión podría ser el tráfico a nivel mundialde plantas y sustratos
realizados en las últimas décadas, dadas sus preferencias de crecimiento sobre sustratos lignícolas o humícolas más o menos
artificiales en parques y jardines; no obstante, no parece estar del todo claro su estado de especie invasora”
Figura 5. A. Humedal La Conejera, zona de mayor registro de L. ceres. B. Distribución de la especie en Colombia
Tomado de Chivatá & Acosta (2016) y iNaturalista (2018) https://colombia.inaturalist.org/taxa/121217-Leratiomyces-ceres
*Leratiomyces ceres (Cooke & Massee) Spooner & Bridge enSecretaría de GBIF (2019). GBIF Backbone Taxonomy. Conjunto de
datos de la lista de verificación https://doi.org/10.15468/39omei accedido a través de GBIF.org el 2020-07-04.
Tomando como referencia los registros de los autores y los consolidados en la plataforma iNaturalista y gbif.org, la especie
ha sido observada en Cota Cundinamarca, Engativá Bogotá D.C., Humedales del noroccidente de Bogotá (Humedal La
Conejera, Humedal Cordoba, Humedal Tibabuyes, Humedal Torca-guaymaral), Humedal Santa Maria del Lago, Jardín
Botánico José Celestino Mutis Bogotá D.C., Parque El Virrey Bogotá D.C., Parque La Florida Cundinamarca,Villamaría
Caldas y Quebrada la Vieja (Cerros Orientales).
Figura 6. Humedal La Conejera, Localidad de Suba Bogotá (Colombia). Fotografias de Teodoro Chivata 2016.
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“Reconociendo la biota fungica de nuestro territorio”
Figura 7. Taller #4. Conociendo los Hongos de Bogotá. Realizado con el apoyo de la Fundación Humedales Bogotá
http://humedalesbogota.com/2018/08/16/los-hongos-de-bogota/
Figura 8. Taller #6. Socialización de resultados con la comunidad aledaña al Humedal La Conejera, Bogotá D.C.
Presentación de especies del humedal y registros nuevos para Colombia y La Ciudad, recopilados entre el 2016-2018.
El Humedal La Conejera, se encuentra ubicado al noroccidente de Bogotá D.C. sus límites están dados por la quebrada La
Salitrosa hacia el oriente y el río Bogotá al occidente; cuenta con aproximadamente 59 hectáreas y es considerado como una
de las zonas con mayor biodiversidad de la ciudad. Altura promedio de 2542 msnm, humedad relativa del 80% (Chisacá,
2002) y una temperatura mínima que varían entre 0.9°C y 4.2°C y promedio de 18-19°C (FHLC, 2002). Alberga
mamíferos terrestres como la zarigüeya (Didelphis pernigra), curí (Cavia anolaimae), comadreja andina (Mustela frenata),
murciélago fru-gívoro (Sturnira bogotensis) y la musaraña (Cryptotis thomasi), reptiles como la culebra sabanera (Atractus
crassicaudatus) y el lagarto collare-jo (Stenocercus trachycephalus), anfibios como la rana sabanera (Dendropsophus
labialis) y rana campana (Colostethus subpunctatus). Según el Plan de Manejo Ambiental (PMA,2006) del Humedal es el
hábitat de 116 especies de aves, como las tinguas pico verde (Gallinula melanops), pico rojo (Gallinula galeata), pico
amarillo (Fulica americana), chamicero (Synallaxis subpudica), alcaraván (Vanellus chilensis), monjita (Chrysomus
icterocephalus), coquito (Phimosus infuscatus), cucarachero de pantano (Cistothorus apolinari), monjita (Chrysomus
icterocephalus), búho negruzco (Asio stygius), gavilán ma-romero (Elanus leucurus) y gavilán pollero (Rupornis
magnirostris) (Chivatá & Acosta, 2016).
Con este tipo de aportes, se hace enfasis en la necesidad de
estudios más específicos de la biota fungica de la ciudad y la
importancia de su vinculación con la comunidad aledaña a los
diferentes tipos de ecosistemas. El desarrollo de estas iniciativas,
no se limita a producir conocimiento científico, sino que integra
la experimentación con la acción social, de tal forma, que se crean
espacios para iniciar y dar continuidad a procesos comunitarios
en pro del reconocimiento y comprensión de la consciencia
ambiental, con el fin de sensibilizar sobre la importancia de
reconocer, preservar y conservar los humedales como lugares
anclados a una estructura ecológica, biológica, cultural y social.
Teodoro Chivatá, 2016
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Otras consideraciones de la especie: respecto al valor nutricional no se reconoce alguna propiedad, sin olor o sabor
destacable. Su comestibilidad no está especificada o se le reporta como "desconocido" (Courtecuisse, Duhem, 2007; Arora,
1986; Desjardin, Wood, Stevens, 2014; Trudell &Ammirati, 2009; Gerhardt y Grzyby, 2006). Por otra parte, los análisis de
Anastos et al. (2008) sugieren que L. ceres contiene psilocibina en cantidades relativamente grandes (9,700-9,900 mg/kg
peso seco).
Agradecemos a la Facultad de Ciencias y Educación de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, Alcaldía Local
de Suba, Humedales Bogotá, Beatriz Guataquí, Hugo Daniel Plazas e Interpretes ambientales del Jardín Botánico de Bogotá
José Celestino Mutis y Aguas Bogotá.
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Botánico: Edimburgo, Escocia. 121 p.
INFORME #6 COLOMBIA FUNGI 22/6/2018
MACROMICETOS DE BOGOTÁ
XYLARIA Hongos de Colombia
ANEXO 1. CLAVE PARA ESPECIES DE Leratiomyces y Stropharia
Kuo, M. (2007, October). Stropharia, Leratiomyces & Psilocybe. Retrieved from the MushroomExpert.Com Web site
http://www.mushroomexpert.com/stropharia.html
Kuo, M. (noviembre de 2018). Setas estrofrioides. Recuperado del sitio web de MushroomExpert.Com
1.
2
1.
Fresh cap otherwise colored (brown, tan, yellow, wine red, purplish, white, green, blue).
3
2.
Found in woodchips, landscaping areas, waste places (and so on) in coastal California (perhaps elsewhere?); stem
smooth to finely hairy.
Leratiomyces ceres
2.
Found in woods across North America; stem shaggy.
Leratiomyces squamosus var.thraustus
3.
Cap with blue or green colors (if stem bruises blue, seePsilocybe).
4
3.
Blue or green colors absent.
6
4.
Gill edges colored like the faces during all stages of development; chryso-cheilocystidia abundant.
Stropharia caerulea
4.
Gill edges often whitish at maturity, contrasting with the faces; chryso-cheilocystidia absent or very rare.
5
5.
Cap dark green to dark blue when young, often fading to yellowish; ring fairly well developed, at least when young.
Stropharia aeruginosa
5.
Cap bluish or greenish when young, but becoming whitish with faint bluish tints; ring poorly developed, even when
young.
Stropharia pseudocyanea
= S. albocyanea
6.
Mature cap medium sized to large; regularly greater than 5 cm in diameter.
7
6.
Mature cap small; rarely greater than 5 cm in diameter.
13
7.
Cap without scales, typically wine red when young, becoming brownish--but occasionally brownish when young, or
in one formwhite in all stages of development; ring prominent and well developed, with distinctive bent-back scales or
"claws" on its underside; growing in woodchips, landscaping areas, mulch, and so on; spores 10-15 x 6-9 µ.
Stropharia rugosoannulata
7.
Not completely as above.
8
8.
Found in western North America (especially northern California and the Pacific Northwest); tall (mature stem 8-15 cm
long); cap slimy and yellow, fringed with drooping white veil remnants on the margin.
Stropharia ambigua
8.
Not completely as above.
9
9.
Stem conspicuously scaly, especially when young.
10
9.
Stem smooth, fibrillose, or slightly shaggy when young, but lacking conspicuous scales.
12
10.
Cap yellow and dry, innately scaly ("scales" not merely veil remnants; not easily rubbed off); spores not longer than 8
µ.
Stropharia kauffmanii
10.
Not completely as above.
11
11.
Young cap purple brown to reddish brown; stem 1-2 cm thick; chrysocystidia present on gill faces.
Stropharia hornemannii
11.
Young cap yellow to orangish brown; stem .5-1 cm thick; chrysocystidia absent.
Leratiomyces squamosus
at Roger's Mushrooms
12.
Found in hardwood forests in eastern North America; cap dull brownish yellow; ring thin but persistent and
membranous; spores 6-7 µ long; chrysocystidia present and conspicuous on gill faces.
Stropharia hardii
12.
Found in western North America under aspens, cottonwoods, and alders (especially in riparian ecosystems); cap
yellowish to whitish; ring fragile, soon disappearing or remaining only as a zone of fibrils; spores substantially longer
than above; chrysocystidia apparently not present.
"Stropharia riparia"
see Leratiomyces percevalii
INFORME #6 COLOMBIA FUNGI 22/6/2018
MACROMICETOS DE BOGOTÁ
XYLARIA Hongos de Colombia
13.
Young cap wine red; reported from piles of hardwood debris in flooded lowlands in Illinois and Indiana.
Stropharia rugosoannulata
(aberrant form)
13.
Cap otherwise colored; distribution and ecology various.
14
14.
Stem shaggy-scaly; cap slimy, dull yellow to orangish; found in woods; spores 12-14 µ long; chrysocystidia absent.
Leratiomyces squamosus
at Roger's Mushrooms
14.
Not completely as above.
15
15.
Growing in woods.
16
15.
Growing in grass, on dung, in woodchips, in gardens, and so on.
18
16.
Found in western North America under aspens, cottonwoods, and alders (especially in riparian ecosystems); mature
cap 3-5 cm across; spores 11-15 µ long; chrysocystidia apparently absent.
"Stropharia riparia"
see Leratiomyces percevalii
16.
Not completely as above.
17
17.
Cap whitish (sometimes with a yellowish center); fresh stem dry; reported from Michigan and California.
Stropharia albonitens
at Roger's Mushrooms
17.
Cap honey yellow; fresh stem with a slimy sheath; reported near Seattle "among leaves in woods" and from Oregon
"on humus under spruce."
Stropharia semigloboides
18.
Ring fairly persistent, usually remaining throughout development.
19
18.
Ring ephemeral, usually disappearing with maturity or persisting merely as a zone of fibrils.
21
19.
Fresh, young cap whitish; spores 10-13 µ long.
Stropharia melanosperma
19.
Fresh, young cap yellow to yellowish; spores 7-11 µ long or 13-16 µ long.
20
20.
Growing in grassy areas across North America; spores 7-11 x 4.5-5.5 µ.
Stropharia coronilla
~ = S. bilamellata
20.
Growing in wood chips and in waste places on the West Coast; spores 13-16 x 7-9 µ.
"Leratiomyces magnivelaris"
see Leratiomyces percevalii
21.
Fresh stem with a slimy sheath; cap convex to nearly round, but not bell-shaped; spores 15-19 µ long.
Stropharia semiglobata
at MykoWeb
21.
Not completely as above.
22
22.
Growing in wood chips in western North America; cap 3-5 cm across, yellow becoming whitish; spores 11-15 µ long.
Leratiomyces percevalii
22.
Not completely as above.
23
23.
Cap 1-2.5 cm across, bell-shaped, yellowish brown with a darker center; spores 17-19 µ long.
Stropharia umbonatescens
23.
Cap slightly larger than above, convex to planoconvex, paler than above; spores shorter.
24
24.
Stem about 2 mm thick; widely distributed in North America.
Stropharia siccipes
24.
Stem about 5-10 mm thick; apparently eastern in distribution.
Stropharia melanosperma
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Data
Full-text available
A checklist of the species of Colombian macrofungi cited in the literature is presented base on 130 articles published until 2010. A total of 1258 taxa of macrofungi belonging to 32 orders and 105 familias of Ascomycota and Basidiomycota were reported in Vasco-Palacios AM & Franco-Molano AE. 2013. Mycotaxon: 121, 1–58. Data are available in DarwinCore file (DwC-A) doi.org/10.15472/o8vo29
Article
Full-text available
Novel species of fungi described in this study include those from various countries as follows: Australia, Chaetopsina eucalypti on Eucalyptus leaf litter, Colletotrichum cobbittiense from Cordyline stricta × C. australis hybrid, Cyanodermella banksiae on Banksia ericifolia subsp. macrantha, Discosia macrozamiae on Macrozamia miquelii, Elsinoë banksiigena on Banksia marginata, Elsinoë elaeocarpi on Elaeocarpus sp., Elsinoë leucopogonis on Leucopogon sp., Helminthosporium livistonae on Livistona australis, Idriellomyces eucalypti (incl. Idriellomyces gen. nov.) on Eucalyptus obliqua, Lareunionomyces eucalypti on Eucalyptus sp., Myrotheciomyces corymbiae (incl. Myrotheciomyces gen. nov., Myrotheciomycetaceae fam. nov.), Neolauriomyces eucalypti (incl. Neolauriomyces gen. nov., Neolauriomycetaceae fam. nov.) on Eucalyptus sp., Nullicamyces eucalypti (incl. Nullicamyces gen. nov.) on Eucalyptus leaf litter, Oidiodendron eucalypti on Eucalyptus maidenii, Paracladophialophora cyperacearum (incl. Paracladophialophoraceae fam. nov.) and Periconia cyperacearum on leaves of Cyperaceae, Porodiplodia livistonae (incl. Porodiplodia gen. nov., Porodiplodiaceae fam. nov.) on Livistona australis, Sporidesmium melaleucae (incl. Sporidesmiales ord. nov.) on Melaleuca sp., Teratosphaeria sieberi on Eucalyptus sieberi, Thecaphora australiensis in capsules of a variant of Oxalis exilis. Brazil, Aspergillus serratalhadensis from soil, Diaporthe pseudoinconspicua from Poincianella pyramidalis, Fomitiporella pertenuis on dead wood, Geastrum magnosporum on soil, Marquesius aquaticus (incl. Marquesius gen. nov.) from submerged decaying twig and leaves of unidentified plant, Mastigosporella pigmentata from leaves of Qualea parviflorae, Mucor souzae from soil, Mycocalia aquaphila on decaying wood from tidal detritus, Preussia citrullina as endophyte from leaves of Citrullus lanatus, Queiroziella brasiliensis (incl. Queiroziella gen. nov.) as epiphytic yeast on leaves of Portea leptantha, Quixadomyces cearensis (incl. Quixadomyces gen. nov.) on decaying bark, Xylophallus clavatus on rotten wood. Canada, Didymella cari on Carum carvi and Coriandrum sativum. Chile, Araucasphaeria foliorum (incl. Araucasphaeria gen. nov.) on Araucaria araucana, Aspergillus tumidus from soil, Lomentospora valparaisensis from soil. Colombia, Corynespora pseudocassiicola on Byrsonima sp., Eucalyptostroma eucalyptorum on Eucalyptus pellita, Neometulocladosporiella eucalypti (incl. Neometulocladosporiella gen. nov.) on Eucalyptus grandis × urophylla, Tracylla eucalypti (incl. Tracyllaceae fam. nov., Tracyllalales ord. nov.) on Eucalyptus urophylla. Cyprus, Gyromitra anthracobia (incl. Gyromitra subg. Pseudoverpa) on burned soil. Czech Republic, Lecanicillium restrictum from the surface of the wooden barrel, Lecanicillium testudineum from scales of Trachemys scripta elegans. Ecuador, Entoloma yanacolor and Saproamanita quitensis on soil. France, Lentithecium carbonneanum from submerged decorticated Populus branch. Hungary, Pleuromyces hungaricus (incl. Pleuromyces gen. nov.) from a large Fagus sylvatica log. Iran, Zymoseptoria crescenta on Aegilops triuncialis. Malaysia, Ochroconis musicola on Musa sp. Mexico, Cladosporium michoacanense from soil. New Zealand, Acrodontium metrosideri on Metrosideros excelsa, Polynema podocarpi on Podocarpus totara, Pseudoarthrographis phlogis (incl. Pseudoarthrographis gen. nov.) on Phlox subulata. Nigeria, Coprinopsis afrocinerea on soil. Pakistan, Russula mansehraensis on soil under Pinus roxburghii. Russia, Baorangia alexandri on soil in deciduous forests with Quercus mongolica. South Africa, Didymocyrtis brachylaenae on Brachylaena discolor. Spain, Alfaria dactylis from fruit of Phoenix dactylifera, Dothiora infuscans from a blackened wall, Exophiala nidicola from the nest of an unidentified bird, Matsushimaea monilioides from soil, Terfezia morenoi on soil. United Arab Emirates, Tirmania honrubiae on soil. USA, Arxotrichum wyomingense (incl. Arxotrichum gen. nov.) from soil, Hongkongmyces snookiorum from submerged detritus from a fresh water fen, Leratiomyces tesquorum from soil, Talaromyces tabacinus on leaves of Nicotiana tabacum. Vietnam, Afroboletus vietnamensis on soil in an evergreen tropical forest, Colletotrichum condaoense from Ipomoea pes-caprae. Morphological and culture characteristics along with DNA barcodes are provided.
Article
Full-text available
Following a serie of papers inventorying the agaric mycota (Agaricales) of Central and South Americas, this second publication is a literature-based checklist of the dark-spored family Strophariaceae. In total, 288 taxa belonging to 18 genera are reported here, mainly for Argentina (120 spp.) and Brazil (115 spp.), the most representative countries. This list is an effort to organize the widespread knowledge of Strophariaceae species diversity and geographical distribution, but does not reflect the real diversity of Strophariaceae from this region.
Article
Two new species of Psilocybe (Basidiomycetes, Agaricales) are described from the Netherlands, viz P. puberula, a bluing species similar to P. semilanceata and P. cyanescens, but clearly different by its dry cutis-like pileipellis with well-differentiated pileocystidia, and P. flocculosa, a member of section Psilocybe characterized by a floccose stipe and the presence of pleurocystidia.
Article
The taxonomy and nomenclature of the fungus commonly referred to as Stropharia aurantiaca was investigated. Molecular analysis of the ribosomal RNA large subunit gene confirmed the exclusion of the species from Stropharia. The results from further molecular and morphological comparison with type species indicated that'S. aurantiaca' is congeneric with a number of other taxa currently placed in Leratiomyces, Stropharia and Weraroa. These taxa are transferred to Leratiomyces and an emended diagnosis and brief discussion of this genus are provided.