Producción, multiplicación y manejo de propágulos de batata de sanidad controlada Liliana del Valle Di Feo

Full text

Producción, multiplicación y manejo
de propágulos de batata de sanidad
controlada
Liliana del Valle Di Feo

PRÓLOGO
La batata es saludable, rústica, amistosa con el ambiente y, por ende, de
creciente demanda a nivel nacional e internacional. Es el quinto cultivo alimenticio en el
mundo y, en la década pasada, Córdoba se ubicó primera a nivel nacional, en cuanto a
producción (100 mil t) y superficie plantada (5.000 ha, de las cuales 4.866 ha
pertenecían al Dpto. Colón).
Es una hortícola de gran importancia social, debido a la gran cantidad de
puestos de trabajo que genera. En 2001/02, más de cien productores y sus familias se
dedicaban a su cultivo y a ellos se sumaban los diversos operarios especializados en las
distintas labores de campo, trasplante, manejo, conducción de almácigos con
polietileno, riego y otras. Además, en los lavaderos de batata, se requiere personal para
la clasificación, embolsado, empaque, carga, envío a diferentes mercados y
establecimientos industrializadores. Se estima que son necesarios entre 10 y 12
operarios por hectárea para almácigos, trasplante y cosecha. Un equipo de batata (30 t)
ayuda a la subsistencia de muchas familias: la del chofer, la del dueño del camión, la del
expendedor de combustible, la del verdulero. Sin embargo, en la actualidad, el área
plantada en la Pcia de Córdoba ha disminuído de manera drástica y la principal
determinante de este fenómeno han sido las virosis.Ante esta situación, muchos
horticultores abandonaron el cultivo de batata, ocasionando un problema social de gran
envergadura.
Para dar solución progresiva a este crítico panorama, el Instituto de Patología
Vegetal (IPAVE) dependiente del Centro de Investigaciones Agropecuarias (CIAP) del
INTA, con sede en la Cdad. de Córdoba, comenzó con la producción de plantines de
sanidad controlada, que son provistos cada año a horticultores elite de Colonia Caroya,
principalmente. Éstos, con coordinación de docentes de la Escuela de la Familia
Agrícola (EFA), llevan a cabo su multiplicación, con excelentes resultados, bajo
protección de jaula con malla anti-insectos ubicada en los predios de dicho
establecimiento.
Dado el importante rol de la EFA, no sólo como establecimiento educativo,
sino como centro de difusión de buenas prácticas agrícolas, es preciso involucrar a sus
alumnos y docentes en el proceso, como una forma de concientizar a los mismos y al
sector agrícola del Dpto. Colón sobre la urgente necesidad de distribuir propágulos
saneados y, a la vez, interiorizarlos en la identificación de presencia de virosis en batata,
de manera visual y a través de métodos simples y accesibles. También resulta
imprescindible impartirles conocimientos relativos a la multiplicación de los plantines
de sanidad controlada y a los métodos de manejo necesarios para preservar su condición
sanitaria.

Se pretende que otros agricultores se sumen a la adopción de esta tecnología,
de modo que en un futuro próximo, Córdoba recupere su lugar de primera productora de
batata en el país, merced al perfeccionamiento de su cultivo.
La reposición continuada de propágulos de sanidad controlada como material
de plantación, en lugar de guías con relevante contaminación viral,adquiridas en otras
regiones batateras, disminuirá la carga de virus en la zona, logrando mejores
rendimientos y calidad del producto final. Esto redundará en beneficios significativos
para la economía regional y en el otorgamiento de respuestas directas a las demandas
del mercado.
Agradecimientos
Quiero expresar mi agradecimiento, por la revisión crítica de este trabajo, a
Eliana López Colomba y a Andrés Luque, quienes además, junto a otros compañeros y
de modo desinteresado y entusiasta, realizaron aportes a la generación de
conocimiento científico y de tecnología tendientes a mejorar el cultivo de esta hortaliza.
Una mención aparte para Chiche Suasnabar, generoso e incansable en su
apoyo diario, siempre acompañándome en este caminar; Patricia Tolocka, experta en
el arte de la regeneración in vitro de plantas.
Gracias Patricia Rodríguez Pardina. Junto a ella, en su momento, logramos
significativos resultados y avances, prueba de que la unión hace la fuerza.
Julia Martino, Andrea Zanini y Daniela Martinelli, a quienes conseguí
transmitir mi cariño hacia el cultivo: sepan recibir mi anhelo, aliento y apoyo para
continuar esta senda, a veces tan difícil, pero siempre reconfortante por los frutos que
otorga. Por su confianza y apoyo, agradezco a Héctor Ártico, Alfonso Cargnelutti,
Gimena Marcattini y a Eduardo Riera, estos dos últimos, docente y Director de la EFA
Colonia Caroya, respectivamente. En especial a Héctor, del que sigo aprendiendo
tantas cuestiones valiosas, que no es posible hallar en ningún libro, y a su esposa
Pelusa. Ambos ya son nuestros amigos, y su casa, un lugar cálido y acogedor, donde
siempre aguarda el salame de la colonia, la batata al horno, pero sobre todo, mucho
cariño. A todos los productores batateros del país, a sus familias y a mis colegas que
con su labor contribuyen a mejorar este noble cultivo.
A Héctor Martí por su invalorable apoyo; a los que me precedieron y
enseñaron, Russel Italia, Fernando Nome, Elvio Biderbost, Rudy Pletsch, y a los que
algún día seguirán trazando esta senda y que, con sus ideales, alimentan utopías.

Y O B A T A T A
A g r . R o d o l f o P l e s t c h
E x t é c n i c o d e I N T A C o r r i e n t e s
Científicamente me conocen con el nombre de Ipomoea batatas.
Tengo muchos nombres regionales, como:
Batata, Bata Doce, Camote, Boniato, Moniato, Yety, entre otros...
El crecimiento de mis tallos es rastrero, pero no soy una “arrastrada”.
Mis tallos y hojas son alimentos para humanos y animales,
ricos en proteínas, además cubren el suelo protegiéndolo del sol y evitando la erosión.
Mis raíces crecen bajo tierra, hay que agacharse y
ensuciarse las manos para sacarme de allí,
son ricas en potasio, hierro, proteínas, vitaminas A, C y antioxidantes.
Los humanos pueden consumirme recién cosechada
o dejarme orear unos días, así me vuelvo más dulce todavía.
Me pueden consumir como harina integral, hervida,
frita, en un exquisito puchero,
cocidas al horno, en forma de puré, como pasta dulce,
en almíbar y de tantas formas más.
Soy forraje a planta entera para toda especie animal, no tengo toxina alguna.
Puedo transformarme en bioetanol
para ayudar a disminuir la contaminación ambiental.
Como ven queridos humanos, queridos técnicos
Yo batata, tengo muchas cualidades como alimento
para ustedes, y para nuestros hermanos animales.
Pero, además, poseo otras ventajas y virtudes.
En 120 días soy capaz de producir más de 25.000 kilos de comida por hectárea.
Me pueden plantar desde agosto hasta febrero.
Me pueden cosechar todo el año.

Las heladas matan mis tallos y hojas,
pero mis raíces permanecen vivas bajo tierra.
Cuando aparecen los calores, mis tallos y hojas crecen nuevamente
y así puedo estar en la chacra junto a ustedes durante todo el año.
Queridos humanos, queridos técnicos:
les escribo esto porque estoy muy preocupada, estoy muy enferma.
Mis raíces no crecen, tengo hermanas que ya han desaparecido.
Los productores familiares, pequeños agricultores,
que son los que más me necesitan, me están abandonando,
no me cultivan más porque no les doy lo que ellos esperan de mí.
Queridos humanos, queridos técnicos
Les pido que me den una mano…
Yo quiero seguir estando en sus chacras.
Yo quiero seguir haciéndoles ganar dinero.
Yo quiero seguir sintiendo en mis hojas y tallos
el calor de sus manos cuando me están plantando.
Yo quiero seguir sintiendo el calor de sus manos
cuando me están cosechando.
Yo quiero seguir estando presente junto a otros alimentos de la chacra en todas las mesas
familiares.
Yo quiero seguir sintiendo el placer de ser un buen alimento para ustedes...
Queridos humanos, espero que con la ayuda de DIOS y el esfuerzo de ustedes, pueda curar mis
males, ASI SERÉ CAPAZ DE SERVIRLES MEJOR!!!
Firmado:Ipomoea batatas
Corrientes, septiembre de 2012

- 1 -
CAPÍTULO I. LA BATATA: GENERALIDADES E
IMPORTANCIA. LAS VIROSIS COMO PRINCIPAL
LIMITANTE DE SU CULTIVO
La batata, Ipomoea batatas (L.) Lam., es la única especie alimenticia
importante dentro de la familia botánica de las convolvuláceas, a la que
pertenecen también las “campanitas” o morning glories. Pese a ser una
hierba perenne, en condiciones de clima templado se cultiva como anual
(Loebenstein y Thottappilly, 2009).
I.1- REQUERIMIENTOS DE CLIMA Y SUELO DEL CULTIVO DE BATATA
La batata es un cultivo muy rústico que se adapta a distintas
condiciones de clima y suelo. Se la cultiva desde los 48ºN hasta los 40ºS
y en altitudes que van desde los 0 a los 3000 msnm (Martí, 2013a).
I.1a- CLIMA
Temperatura. Por ser subtropical, es muy sensible a las bajas
temperaturas y para crecer, desarrollarse y alcanzar altos rendimientos
necesita, en promedio, cuatro a cinco meses libres de heladas y
temperaturas medias de 24ºC durante su ciclo, con alternancia de
temperaturas diurnas y nocturnas, que van de 15 a 33ºC. Las noches
frescas permiten un mayor crecimiento de las raíces tuberosas. Además,
la temperatura del suelo debe ser de aproximadamente 15ºC para
implantar el cultivo y de 20 a 30ºC para asegurar la formación de raíces
tuberosas. Registros superiores a 30ºC promueven el crecimiento de la
parte aérea en detrimento del de las batatas.
Precipitaciones. Para una buena producción, son necesarios entre
450 y 600mm de lluvia o riegos durante la estación de crecimiento. Si
bien es una especie tolerante a la sequía, son críticos dos períodos:
implantación, que define la iniciación y el número de raíces tuberosas, y
el de tuberización o llenado de raíces tuberosas, que determina el tamaño
de las mismas. Por otra parte, eventos de sequía incrementan la
incidencia y la severidad de las enfermedades virales.

- 2 -
Luz. En general, la batata precisa intensidades lumínicas
relativamente altas y los días cortos promueven la formación de la raíz,
con variaciones entre cultivares. El sombreado continuo reduce la
producción de raíces comerciales, aunque no afecta al crecimiento de la
parte aérea. Por tal motivo, no es una especie que se adecue a
consociaciones, aunque hay clones que toleran un 30 a 50% de reducción
de la luz solar.
I.1b-SUELO
La batata puede ser cultivada en gran variedad de suelos: arcillosos,
arcillo-limosos, arenosos, franco-arcillosos y franco-arenosos. Sin
embargo, los de textura liviana permiten una mejor apariencia de raíces.
Los suelos pesados, arcillosos, en los que se forman costras duras luego
de las lluvias, conllevan la formación de raíces con deformaciones, por lo
que es recomendable hacer lomos de por lo menos 30cm de alto y romper
la costra luego de las lluvias, de modo de otorgar un buen nivel de
oxígeno, fundamental en el engrosamiento de las raíces. Si se la cultiva
en suelos excesivamente sueltos, arenosos, las raíces tienden a alargarse
y a perder la forma característica de la variedad a la que pertenecen y en
los pesados, son deformadas. Dadas sus exigencias de oxígeno en suelo,
este cultivo es sensible al anegamiento y requiere terrenos bien drenados.
Las mejores cosechas, en cuanto a rendimiento, color de piel y forma de
raíces, se logran en suelos equilibradamente fértiles, sueltos en los
primeros 30-40cm de profundidad, bien drenados y con un subsuelo
arcilloso. La textura ideal es la franco-arcillosa.
Su tolerancia a la salinidad es moderada (valores superiores a 1,5
mS.cm-1 de conductividad eléctrica comienzan a provocar mermas en el
rendimiento).
La batata no es exigente en pH (se comporta adecuadamente en un
rango de 4 a 7, aunque el óptimo va de 5,5 a 6,5) ni en fertilidad; sin
embargo son importantes los niveles de nitrógeno y potasio en suelo. El
exceso de nitrógeno favorece el desarrollo de la parte aérea, la planta “se

- 3 -
va en vicio”, perjudicando al de las raíces. Por tal motivo, no siempre es
conveniente que en las rotaciones suceda a pasturas leguminosas o que
los suelos en los que se implanta hayan sido abonados con exceso de
compost o estiércol. El potasio es fundamental en el transporte de los
fotoasimilados que engrosarán las raíces. La relación potasio-nitrógeno
disponibles debe ser, en general, de 3:1. Habrá una respuesta a la
fertilización por debajo de 100 ppm de potasio y de 1-2 ppm de fósforo
(Woolfe, 1992, Pletsch, 2006; Martí, 2013a; Ngailo, 2013).
I.2- PROPAGACIÓN COMERCIAL DEL CULTIVO DE BATATA
I.2a-MATERIAL DE PLANTACIÓN
Si bien la batata produce semilla botánica o sexual, proveniente de
la polinización cruzada llevada a cabo por insectos, o lograda
artificialmente, la misma es empleada únicamente en mejoramiento
genético, a los fines de aumentar la variabilidad genética y poder
seleccionar nuevas variedades o clones. De manera comercial, la especie
se multiplica vegetativamente, lo que asegura la pureza varietal. Esta
multiplicación puede realizarse mediante trozos de guías o bien, por
plantines. Los trozos de guías (porciones apicales de tallos, de 30-40cm,
de los que se entierran los tres nudos inferiores despojados de hojas)
suelen ser usados en el norte de Argentina, en lugares libres de heladas,
donde se los obtiene de plantaciones del año anterior que se dejan
rebrotar, o bien de un cultivo plantado tempranamente. Los plantines son
brotes emitidos en almácigos por “batatas- semilla” (de tamaño mediano:
entre 150 y 300g y sin signos de daño o enfermedad) que fueron
conservadas durante el invierno y provienen del cultivo anterior (Pletsch,
2006; Martí et al., 2013).
I.2b-ALMÁCIGO
Aproximadamente 60 días antes del transplante, las “batatas-
semilla” se plantan en un almácigo que puede realizarse al aire libre o en
invernadero, con o sin protección de mulch de polietileno o de manta

- 4 -
térmica. El tamaño ideal de estos plantines, que se extraen desde el
almácigo progresivamente en camadas distanciadas aproximadamente 10
días, es de 25-35cm, con cuatro-cinco hojas bien desarrolladas y la mayor
cantidad posible de raicillas. Se debe seleccionar cuidadosamente el
material de plantación para evitar la dispersión de enfermedades
sistémicas de un año a otro de cultivo, además de la pérdida de pureza
varietal. Esto último es frecuente por la alta tasa de mutación que posee
la especie (Pletsch, 2006; Martí et al., 2013).
I.2c-TRANSPLANTE
Se realiza con el suelo bien húmedo, por lluvia o riego, una vez
transcurrido el peligro de heladas y con temperaturas del suelo entre 16 y
18ºC. El terreno debe haber tenido una buena preparación previa. En
general, se recomiendan dos aradas y dos rastreadas previas al
transplante. La plantines se colocan en bordos, camellones o lomos,
distanciados 0,80-1m, dependiendo de cultivar y condiciones climáticas y
en número de tres a cuatro por metro lineal de surco. Esto puede
realizarse de manera manual o mecánica, siendo importante que las raíces
tengan buen contacto con el suelo (Pletsch, 2006; Martí, 2013b).
I.3- LABORES CULTURALES
El control de malezas puede hacerse de manera manual, mecánica
y/o química y reviste suma importancia, ya que las mismas suelen ser
hospedantes alternativos o reservorios de patógenos, entre ellos los virus,
y/o de sus vectores. Si bien la batata tolera la sequía, existen regiones en
las que el riego complementario es fundamental para lograr buenos
rendimientos. Los períodos de mayor exigencia de agua son la
implantación y el inicio de la formación de raíces. Aunque puede regarse
por inundación, goteo o aspersión, el tipo de irrigación debe ser
considerada de manera cuidadosa, para evitar la dispersión de algunos
patógenos. También debe contemplarse la rotación del cultivo con otras
especies, no sólo para mantener la fertilidad del suelo, sino

- 5 -
fundamentalmente para controlar enfermedades, plagas y malezas. Por
razones sanitarias principalmente, la batata no debe repetirse por más de
dos años, ya sea en almácigos o en lotes de cultivo (Plestch, 2006; Martí,
2013b).
La cosecha se lleva a cabo cuando las plantas han disminuido su
velocidad de crecimiento, en otoño; las batatas podrán conservarse por un
tiempo mucho más prolongado que si las guías aún están activas.
Deberán extremarse los cuidados durante la cosecha ya que golpes, cortes
y peladuras son puerta de ingreso de patógenos que deterioran a las raíces
en el almacenamiento (Martí, 2013c).
El curado, que consiste en mantener las batatas a 25-30ºC, 90-95%
de humedad relativa y con adecuada ventilación, durante 6 a 10 días, una
vez cosechadas, favorece la cicatrización de las heridas causadas durante
la cosecha, impidiendo el ataque de patógenos. Una vez curadas, las
batatas deben almacenarse a 12 a 15°C de temperatura y 90 a 95% de
humedad relativa, en un ambiente ventilado. En todos los casos, las
raíces no deben exhibir síntomas de enfermedad. Bajo las condiciones
mencionadas, la conservación puede ser de cuatro a seis meses, sin
pérdidas significativas de peso (Martí, 2013c).
I.4- ORIGEN Y DISTRIBUCIÓN DE LA BATATA
La batata se originó 8000-6000 años antes de Cristo, en el NO de
Sudamérica: Guatemala, Colombia, Ecuador y el N de Perú, donde la
diversidad genética de la especie es máxima. Son centros secundarios de
origen: Papúa Nueva Guinea, Filipinas y parte de África (Austin, 1988;
Martí, 2013d).
Actualmente, se encuentra difundida en todas las áreas tropicales
y subtropicales del mundo. Se ubica entre las 10 especies vegetales más
importantes destinadas a la alimentación y rinde cerca de 130 millones
t/año en cerca de 9 millones de ha plantadas en el mundo. China es el
principal país productor, con 80% del total mundial cultivado; le siguen

- 6 -
Uganda, Nigeria e Indonesia y Papúa Nueva Guinea (Bourke y Vlassak,
2004). En los países en desarrollo, en los que se concentra el 95% de la
producción, es la quinta especie alimenticia luego del arroz, trigo, maíz y
mandioca. Sin embargo, en América Latina se producen sólo 1,85
millones de toneladas (CIP, 2003). Pese a sus ventajas como alimento y
salvo en China y Nueva Zelandia, es un cultivo en retroceso. La
Argentina no escapa a este fenómeno, ya que según el INDEC (2002), la
superficie con batata se redujo un 40% en 2002 respecto a 1998. La
producción es de unas 120.000t. La región pampeana (Buenos Aires,
Córdoba y Santa Fe) y el NEA son las de mayor superficie plantada (43 y
40%, respectivamente), el NOA posee el 15% y Cuyo, el 2% restante
(SAGPyA, 2008).
I.5- IMPORTANCIA DE LA BATATA: USOS Y VALOR NUTRICIONAL
A causa de su gran diversidad genética y la consiguiente
variabilidad en sus características fenotípicas y morfológicas, la batata
presenta amplia adaptabilidad y versatilidad de usos. En la actualidad,
está recibiendo atención especial como cultivo alimenticio para “salvar
vidas” en países en desarrollo.
Entre las ventajas de la especie se citan las siguientes: tanto sus
raíces como el follaje se emplean en la alimentación humana y animal;
posee un mercado potencial para la exportación en fresco (Canadá,
Inglaterra, Holanda, Bélgica, Suecia y otros) de aproximadamente
200,000 t/año, que excede a nuestra producción nacional, y del que
Argentina aún no participa (Martí, 2013e). Se prevé un incremento en el
procesamiento de la batata para alimentación humana, animal y para la
extracción de almidón, debido a sus múltiples posibilidades de uso
industrial, entre ellas la producción de biocombustible y, además, Martí
(2007) la destaca como fuente de compuestos antioxidantes, fibra,
minerales, vitaminas, y otros, que la ubican como uno de los diez
alimentos que el ser humano no debería dejar de consumir.

- 7 -
La batata es considerada por la American Cancer Society y la
American Heart Association como un alimento altamente nutritivo y con
propiedades en la prevención de enfermedades como el cáncer de colon
por poseer mayor contenido de fibra digestible que cualquier otra
hortaliza (North Carolina Sweetpotato Comission, 2003). Por la misma
razón, controla los niveles de azúcares en sangre, baja los de colesterol y
provoca sensación de saciedad, por lo que es útil en dietas para
adelgazar. Contiene poderosos antioxidantes que neutralizan los efectos
de los “radicales libres”, productos del metabolismo ligados a muchas
afecciones y al envejecimiento. Entre ellos: vitamina E, β-carotenos,
fenoles, antocianinas y ciertas proteínas. A diferencia de la papa, arroz y
el pan blanco, la batata es un alimento con bajo índice glicémico
(absorción lenta de azúcares, aumento moderado de su concentración en
sangre y recuperación suave de los niveles normales), por lo que se
aconseja su inclusión en la dieta de los diabéticos. Posee alto contenido
de minerales, sobre todo en la piel, entre los que se destacan fósforo,
calcio, hierro y potasio. La alta tasa potasio/sodio es favorable en el
tratamiento de la hipertensión arterial. Se destaca el aporte de vitaminas
como la vitamina B1 (promueve la utilización de azúcares), vitamina C o
ácido ascórbico (participa en la síntesis de colágeno, esencial para la
salud de la piel), vitamina E (antioxidante) y β-carotenos o pro-vitamina
A (Martí, 2007).
En países como los africanos, se favorece el cultivo de variedades
con pulpa anaranjada, con alto contenido de β-carotenos, con lo que se
está logrando disminuir la incidencia de la ceguera infantil.
En la tabla 1 se resume la composición química y en la tabla 2, el
contenido de vitaminas de las raíces reservantes de batata (Martí, 2007).

- 8 -
Tabla 1: Composición química (valores promedio) de las raíces reservantes de batata
Fuente: Woolfe, J. 1992. Sweetpotato, an untapped food resource.Cambridge University Press.
Tabla 2: principales vitaminas presentes en la batata (cada 100 g de porción comestible)
VITAMINAS
CANTIDAD (mg)
Pro-vitamina A o beta caroteno
20
B1 o tiamina
0,09
C o ácido ascórbico
24
E o tocoferol
4,5
Fuente: Woolfe, J. 1992. Sweetpotato, an untapped food resource.Cambridge University Press.
Tal como se mencionó, pese a las características ventajosas del
cultivo, la superficie plantada con el mismo viene experimentando una
franca disminución a nivel global, nacional y en la provincia de Córdoba
y las virosis son una de sus principales causas.
I.6- LAS VIROSIS COMO LIMITANTE DEL CULTIVO DE BATATA
La superficie plantada con batata en el mundo ha sufrido una
gradual disminución, hecho destacable en Argentina, (un 40% del área
en 2002 respecto a la de 1988, según Censo Nacional de ese año). En este
contexto, la provincia de Córdoba, dejó de ser la principal provincia
productora (7.000 ha en los ´90) (Italia, 2003). En la campaña 2001/02, la
Secretaría de Agricultura y Ganadería provincial informó 5.000 ha
plantadas, la mayoría en el Dpto. Colón, y una producción de 100.000 t,
COMPONENTE
VALOR
PROMEDIO (% de
Materia Seca)
RANGO
Almidón
70
30-85
Azúcares
10
5-38
Proteína
5
1,2-10
Grasas
1
1-2,5
Minerales
3
0,6-4,5
Fibra digestible
10
-
Vitaminas, ácidos orgánicos y
otros componentes
menos de 1
-

- 9 -
lo que ubicaba a la batata como principal cultivo hortícola en la provincia
(SAGPyA, 2008). En la actualidad, la misma cuenta con menos de 1.000
ha plantadas, distribuidas principalmente en el Dpto. Colón. Las virosis,
las patologías más importantes de batata que acontecen en todas las
regiones en las que se realiza su cultivo, son una de las principales causas
de este fenómeno, a nivel global, nacional y provincial, constituyendo
potencialmente la limitante de la producción de mayor relevancia
(Karyeija et al. 1998; Omwueme y Charles, 1994). La propagación
comercial vegetativa de la especie conduce a un incremento en la
concentración de partículas virales y a su perpetuación en los tejidos
vegetales, en perjuicio de los rendimientos (Loebenstein et al., 2009).
Esto es particularmente cierto cuando acontecen infecciones mixtas y,
con frecuencia, sinérgicas, en las que ocurre incremento de la severidad
de síntomas, de la acumulación y movimiento de partículas virales y
marcada disminución de producción de raíces reservantes.
Por otra parte, la creciente demanda mundial de batata y la
necesidad de mejoramiento de la especie, derivó en el intercambio de
material vegetal, fuente de genes de interés; entre países productores, con
el consiguiente peligro de diseminación de virosis a nivel internacional,
agravado por el hecho que un aislamiento suave o latente de virus para un
grupo de cultivares de un país, puede ser mucho más severo en áreas
donde la base genética es diferente. Por ello, es preciso prevenir la
dispersión inadvertida de estos patógenos con el germoplasma, lo que es
válido también en producción comercial e investigación.
I.6.1- DIFICULTADES PARA EL ESTUDIO DE LOS VIRUS DE BATATA
Debe considerarse que el primer paso para el manejo de las virosis
es la detección e identificación de su/s agente/s causal/es. Ambas resultan
más dificultosas en batata que para la mayor parte de los virus de plantas,
debido a lo siguiente (Moyer y Abad, 2000):
a) Diferentes virus causan síntomas semejantes en el cultivo de
batata.

- 10 -
b) Su rango de hospedantes, en general, se reduce a especies de
convolvuláceas (“campanitas” o morning glories, en las que también la
sintomatología que provocan es similar.
c) La concentración de partículas virales en savia de batata es muy
baja y varía según el tejido vegetal infectado, lo que dificulta su
detección.
d) Las partículas virales son inestables en savia, debido a la
presencia de factores tales como compuestos fenólicos y látex, que
inhiben su transmisión mecánica a especies indicadoras, las reacciones
serológicas y moleculares y dificultan su purificación y caracterización a
los fines del diagnóstico.
e) Frecuentemente, los virus ocurren en infecciones mixtas, muchas
veces sinérgicas, debido a la propagación agámica de la especie. Por
poseer características similares entre sí, son difíciles de aislar de esas
mezclas, lo que entorpece su caracterización.
f) En infecciones simples, generalmente no producen síntomas y
resulta dificultoso detectarlos directamente a partir de batata por su baja
concentración, lo que determina que estos patógenos se diseminen
inadvertidamente en material infectado asintomático.
h) La presencia universal de Sweet potato feathery mottle virus
(SPFMV) o "virus del moteado plumoso de la batata" ha enmascarado
frecuentemente la de otros virus, especialmente la de potyvirus, y
dificultado los esfuerzos para aislarlos e identificarlos.
Lo anterior explicaría por qué los virus son los patógenos de batata
menos conocidos, pese a ser los más difundidos en cultivos comerciales,
más aún en los que no se desarrollan bajo beneficio de un programa de
sanidad controlada. Esto dificulta su manejo, más demandante en la
actualidad que hace unos años, pues recientemente fue descubierta una
gran cantidad de patógenos virales. Existen más de 30 virus de batata
citados en el mundo (Clark et al., 2012), aunque algunos de ellos aún no
han sido caracterizados. Los mismos fueron asignados a nueve familias,

- 11 -
de las cuales las más importantes son las de los potyvirus y la de los
geminivirus y, por los daños que provocan en infecciones con otros virus,
la familia de los closterovirus.
I.6.2- DISPERSIÓN PRIMARIA Y SECUNDARIA DE LOS VIRUS DE BATATA
La plantación de estacas de tallo infectadas es la vía más
importante de diseminación de los patógenos virales de un ciclo a otro de
cultivo (infección primaria) y el contagio entre plantas ocurre mediante
vectores, en su mayoría insectos con aparato bucal picador-suctor: áfidos
o pulgones y moscas blancas (infección secundaria).
Es importante, a los fines de su control, destacar que los virus
transmitidos por pulgones, lo son de manera no persistente. Esto significa
que la adquisición del patógeno desde la planta enferma y su transmisión
a la planta sana puede completarse en pocos minutos o segundos, sin
período de latencia. Algunos virus de batata, cuyos insectos vectores son
las moscas blancas, son transmitidos de manera persistente y otros, semi-
persistentemente. En el primer caso, el patógeno puede ser adquirido y
transmitido luego de varias horas y es factible que el insecto permanezca
infectivo toda su vida; en el segundo, los períodos de adquisición y de
inoculación son de 30 minutos y la infectividad del insecto vector no
dura más de 12 h.
Fig. 1. Principales insectos vectores de virus de batata: Bemisia tabaci, “mosca blanca“
(A) y Myzus persicae, “pulgones” (B)
A
B

- 12 -
Fig. 2. Fuentes de infección primaria (insectos vectores) y secundaria (propágulos) de
virus de batata (Imagen: Centro Internacional de la Papa: CIP)
I.6.3- SÍNTOMAS Y DAÑOS OCASIONADOS POR VIRUS EN BATATA
En infecciones simples, los virus de batata, generalmente no provocan
síntomas o bien éstos son muy suaves, lo que se corresponde con una
muy baja concentración de partículas virales en los tejidos. Pero gran
parte de ellos sinergiza con Sweet potato chlorotic stunt virus (SPCSV),
closterovirus que aumenta considerablemente la actividad no sólo del
SPFMV, sino de muchos otros agentes virales no relacionados. La
presencia del SPCSV (transmitido semi-persistentemente por adultos de
la “mosca blanca” Bemisia tabaci Genn., aún en bajas concentraciones,
provoca un incremento de la concentración (hasta 600 veces) y el
movimiento del SPFMV (transmitido de manera no persistente por el
áfido Myzus persicae Sulzer), lo que conlleva un aumento de la severidad
de síntomas y una drástica disminución de rendimientos (hasta 80-90%).
La enfermedad resultante es la más significativa para el cultivo en África
y se denomina sweet potato virus disease (SPVD) (Karyeija et al., 2000);
no obstante existen patologías de similar o mayor gravedad que ésta en
otras partes del mundo. En casi todas ellas está involucrado el SPCSV
(Mukasa et al., 2006; Untiveros et al., 2007).
primera campaña
segunda campaña

- 13 -
Como ejemplo de virus que causan daños en la producción y
también en la calidad de las raíces reservantes en infecciones simples,
puede citarse a los pertenecientes a la familia Geminiviridae, género
Begomovirus que, cuando afectan a batata, son denominados
sweepovirus. Al respecto, cabe destacar que, desde hace
aproximadamente una década, B. tabaci y los begomovirus que transmite
se han convertido en un severo problema fitosanitario en varios cultivos
de gran importancia económica de las regiones tropicales y subtropicales
(Moffat, 1999). El cambio climático evidenciado en los últimos años ha
provocado también modificaciones en los sistemas patógeno-vector
(patosistemas) presentes y el desplazamiento hacia zonas más australes
de insectos que transmiten virus, como la mencionada mosca blanca. Los
sweepovirus están asociados a batata en todas las regiones geográficas en
las que ésta se cultiva por su gran variabilidad atribuída a la gran
capacidad de recombinación de unos con otros (Lefeuvre et al., 2007).
Un ejemplo es el Sweet potato leaf curl virus (SPLCV) que, en general,
no produce síntomas o, si lo hace, son muy suaves: enrulado hacia arriba
de los márgenes de las hojas jóvenes, que se hace aparente durante los
períodos cálidos del año. A pesar de la ausencia de síntomas obvios
asociados a infección viral, SPLCV puede ocasionar una reducción de
rendimiento de 10-80% en las plantas infectadas y poseer un notable
efecto sobre la calidad de raíces, como ocurre en el cv. Beauregard
(Clark y Hoy, 2006; Ling et al., 2010). Dado que su incidencia suele ser
relativamente alta, a nivel global, es factible que sea responsable de
pérdidas considerables en los cultivos (Cuellar et al., 2014). Por otra
parte, es preciso puntualizar que si bien razas del SPFMV, como la O:
Ordinary, en general no producen síntomas visibles o bien sólo ocasiona
manchas cloróticas, en algunos casos con bordes violáceos (dependiendo
de los pigmentos predominantes en el genotipo infectado), la raza RC:
russet crack de este virus puede provocar lesiones necróticas externas en
las raíces reservantes, hecho muy común en Japón. La corchosis interna

- 14 -
de raíces que afectó al cv. Porto Rico fue, en su momento, atribuida a una
raza (Internal Cork) del SPFMV (Campbell et al., 1974; Martin, 1970).
Desafortunadamente no se aisló ni caracterizó al agente etiológico,
originando un problema taxonómico aún sin resolver.
Fig. 3. Síntomas foliares de infecciones simples en batata. Manchas cloróticas en una
hoja vieja (A) y manchas violáceas provocadas por SPFMV (B); enrulado de los bordes
de las hojas hacia arriba luego de la infección con sweepovirus (C)
Fig. 4. Síntomas radicales de infecciones simples en batata. Infección por sweepovirus
(A); corchosis interna (B) y lesiones necróticas externas causadas por las razas internal
cork y russet crack de SPFMV (C) (Fotos: C. Clark, G, Philley y G. Holmes)
A
B
C
A
B
C

- 15 -
I.6.4- RESEÑA DE LAS VIROSIS DE BATATA EN ARGENTINA Y EN CÓRDOBA
En nuestro país, históricamente las virosis tuvieron una aparición
recurrente a lo largo del tiempo: “Batata Crespa” en los ‟70, “Enanismo
Clorótico” en los ´90 y “Encrespamiento Amarillo”, en la actualidad.
“Batata Crespa”. En 1970, en la zona del Dpto. Colón, Pcia. de
Córdoba, comenzaron a observarse manchones cloróticos y achaparrados
en cultivos del cv Colorada Criolla de batata. Las plantas exhibían
acortamiento de entrenudos, hojas deformadas, rugosas o ampolladas (lo
que le dio el nombre a la sintomatología), con marcado aclaramiento de
venas que, a veces eran más prominentes que lo normal, mosaico
internerval difuso más evidente hacia finales de la estación y sistema
radicular escaso, raíces filiformes. Se informaron síntomas semejantes en
Corrientes, Santiago del Estero y San Pedro (Bs. As.).
Fig. 5. Síntomas foliares de “batata crespa” (ampollado, reducción del área foliar,
engrosamiento y aclaramiento de nervaduras, mosaico) en cv Colorada Criolla (Foto:
Atlas Fitopatológico Argentino)
Esta enfermedad, descripta por Nome en 1973, era causada por el
“virus del mosaico de las nervaduras de la batata” (Sweet potato vein
mosaic virus: SPVMV), potyvirus encontrado sólo en Argentina,
transmitido por el pulgón M. persicae y con rango de hospedantes
reducido a convolvuláceas, en las que producía síntomas similares a los
de batata. En el cv. Colorada Criolla causaba una reducción de
rendimientos de aproximadamente 80% en el Dpto. Colón, Pcia. de
Córdoba (Nome y Docampo, 1974). Los problemas ocasionados por

- 16 -
SPVMV fueron superados mediante el empleo de plantines de sanidad
controlada provenientes de cultivo in vitro de meristemas. Esta
tecnología permitió incrementar la producción del cv Colorada Criolla en
un 100% respecto a la batata común de la zona (29.733 kg/ha vs 13.833
kg/ha en batata libre de virus de primera multiplicación respecto a la
batata común, en lotes sin riego) (Italia, 1991).
“Enanismo Clorótico”. Simultáneamente con la liberación de virus
mediante cultivo de meristemas, de la batata Colorada Criolla, una nueva
variedad, denominada Morada INTA, fue adoptada por los productores
argentinos a partir de 1978 y llegó a ocupar, el 95% del área plantada con
batata en el país hacia mediados de los ´80. En 1984, en la región
productora de Córdoba, cultivos implantados con propágulos de este
cultivar, introducidos desde Santiago del Estero, comenzaron a ser
afectados por una grave patología viral denominada “Enanismo
Clorótico” (EC) por presentarse en manchones cloróticos y achaparrados
en el campo.
Las hojas de las plantas enfermas exhibían moteado clorótico muy
intenso con aclaramiento de venas, distorsión, ampollado y reducción del
área foliar, síntomas que incrementaban su severidad en invernadero (Di
Feo et al., 2000).
Fig. 6. Síntomas de “enanismo clorótico” en cv Morada INTA. Manchones cloróticos
(A); reducción y deformación del área foliar, aclaramiento de nervaduras, mosaico (B)
A
B

- 17 -
Esta enfermedad sólo se expresaba y ocasionaba daños en Córdoba
y Santiago del Estero, si bien los virus causantes y respectivos vectores
también se hallaban en Formosa, Buenos Aires y Tucumán (Castellano,
1995). Era ocasionada por un complejo de tres virus, donde el
closterovirus SPCSV sinergizaba con dos potyvirus: SPFMV y Sweet
potato mild speckling virus (SPMSV), antes no citado y caracterizado por
primera vez en Argentina (Di Feo et al., 1994). Estudios en lotes de
producción de Córdoba revelaron una incidencia de la enfermedad del
20-80% y reducción en el rendimiento de raíces reservantes superiores al
60% (Biderbost et al., 1990).
Se sugirió una estrategia de control del EC en regiones muy
afectadas por la enfermedad, que consistía en el uso de plantines
provenientes de otras zonas en donde la patología no se expresaba, por
ejemplo de Romang, Santa Fe que, desde entonces se convirtió en
“semillero” de batata. Este sistema aseguraba la producción rentable de
raíces comerciales por aproximadamente dos años, al cabo de los cuales
el material de propagación debía ser renovado. Se trataba de una
tecnología de manejo económica, práctica y de similar eficiencia con
respecto al empleo de plantines libres de virus como material de
plantación (Castellano, 1996). Por unos años, los resultados de la misma
fueron satisfactorios, pero el cambio climático y las consiguientes
variaciones en los patosistemas condujeron a consecuencias para nada
deseables.
I.6.5- PROBLEMÁTICA ACTUAL DE VIROSIS DE BATATA EN CÓRDOBA Y EN EL
PAÍS: “ENCRESPAMIENTO AMARILLO”
Desde 2009, observaciones efectuadas en lotes de Colonia
Caroya, permitieron establecer la presencia de una sintomatología viral a
la que denominamos "Encrespamiento Amarillo de la batata" (EA) en el
cv. Arapey INIA, de creciente expansión por su alta productividad y su
marcada precocidad, en Morada INTA y también en el clon Morada
Selecta.

- 18 -
De acuerdo a nuestras observaciones y las de productores que
adquirían plantines de Romang, la enfermedad aparece durante el mismo
año del ingreso de los mismos en la zona, lo que es indicativo de la
gravedad de este problema. Se trata de una patología, que posee una
altísima incidencia en diversos genotipos que se plantan en el Dpto.
Colón. Pero el rasgo más notable de esta virosis es que la expresión de
síntomas y daños es generalizada y acontece en todas las provincias en
las que se cultiva batata, a diferencia de lo que ocurría con las anteriores
(Di Feo, 2013; Di Feo et al., 2013; Di Feo, 2014).
Agentes causales. El EA es causado por cinco virus: tres
potyvirus transmitidos de manera no persistente por M. persicae: SPFMV
(razas O y RC), Sweet potato virus G (SPVG), Sweet potato virus C
(SPVC); el closterovirus SPCSV-WA (raza del oeste africano), y el
sweepovirus, Sweet potato leaf curl virus (SPLCV), cuyo vector es B.
tabaci (transmisión semi-persistente y persistente, respectivamente)
(Bejerman et al., 2014; Rodríguez Pardina et al., 2012a; Rodríguez
Pardina et al., 2012b).
Cabe destacar que SPVG, SPVC y SPLCV y la raza RC de
SPFMV no habían sido informados anteriormente en Argentina.
Estudios efectuados en IPAVE, indican que todos los patógenos
involucrados en esta enfermedad están presentes en localidades del NOA
como Famaillá (Tucumán), El Simbol y La Banda (Santiago del Estero);
en el NEA; Romang, Colón, Chajarí (Entre Ríos), Bella Vista
(Corrientes), Espinillo, Villa General Belgrano, El Colorado (Formosa) y
en la Pcia. de Chaco; en la Región Pampeana (San Pedro, Gobernador
Castro; Colonia Caroya, Tinoco) y en Cuyo (Colonia Molina, Mendoza)
(Martino et al., datos no publicados).Es altamente probable que el
cambio climático evidenciado en los últimos años haya provocado
también modificaciones en las poblaciones de vectores y en los
patógenos que transmiten. Al respecto, es destacable el desplazamiento

- 19 -
PRC PTR NRC PFA NG NTR AF
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Daño (%)
96 93 90 85
66 61
36
96 93 90 85
66 61
36
Año 2011
PRC PTR NRC PFA NG NTR AF
hacia zonas más australes de la mosca blanca B. tabaci, vectora, entre
otros, de sweepovirus.
Importancia económica del “Encrespamiento Amarillo”. En
lotes de producción de Colonia Caroya, Dpto. Colón, Pcia. de Córdoba,
el “Encrespamiento Amarillo”, causa una marcada disminución en los
componentes del rendimiento de batata cv. Arapey INIA, cercana al 90%
para peso y número de raíces comerciales. Los mismos resultados se
obtienen en experimentos dirigidos, en donde, además, se determinó una
significativa reducción en el contenido de β-carotenos (1,43 vs 0,90
mg/100g peso fresco en plantas sanas vs enfermas) (López Colomba et
al., 2010; López Colomba et al. 2012; Tolocka et al., 2013).
Fig. 7. Disminución potencial de caracteres componentes de rendimiento de batata
(plantas con “encrespamiento amarillo” vs. plantas libres de virus) en ensayo
experimental(IPAVE). PRC y PTR: peso de raíces comerciales y peso total de raíces;
NRC Y NTR: número de raíces comerciales y número total de raíces; PFA: peso fresco
de la parte aérea; AF: área foliar.

- 20 -
CAPÍTULO II. RECONOCIMIENTO DE VIROSIS DE BATATA.
DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN DE VIRUS
La aplicación de técnicas para detección e identificación de virus
debería ser una prioridad de cualquier programa de investigación que
apunte al control de las enfermedades que ocasionan. Si bien el primer
paso para reconocer la presencia de virosis en las plantas es la
manifestación de síntomas, ésta debe ser corroborada mediante la
aplicación de técnicas adecuadas, ya que la sintomatología provocada por
estos patógenos puede confundirse con la ocasionada por deficiencia o
exceso de algún nutriente, etc. Dichas técnicas, solas o combinadas entre
sí, servirán para identificar a el/los agente/s causal/es de la patología y
establecer las modalidades de manejo más adecuadas. En los últimos
años, se lograron significativos progresos en el desarrollo de métodos
sensibles para la detección de virus de batata.
II.1- OBSERVACIÓN DE SÍNTOMAS
En los lotes de producción, las plantas afectadas por EA se
agrupan en manchones cloróticos y enanos, y, debido a que la
enfermedad está provocada por cinco patógenos, poseen láminas de las
hojas con síntomas variados: ampollado, mosaico intenso, moteado,
punteado y anillos cloróticos, aclaramiento y, en ocasiones,
engrosamiento de venas y distorsión o deformación de la lámina foliar.
Esta sintomatología se presenta en el cv. Arapey INIA, en Morada INTA,
GEM, etc. y, en clones con mayor cantidad de pigmentos antociánicos, el
mosaico ocurre con alternancia de parches púrpuras y verdes en la lámina
foliar. Esto es lo que sucede, por ejemplo, en el clon uruguayo conocido
como “Morada Selecta”, donde las plantas enfermas se visualizan en el
lote, agrupadas en manchones violáceos.
La parte subterránea de la planta se ve afectada no sólo por una
marcada reducción en el número y tamaño de las raíces reservantes, sino
que, en cultivares de pulpa amarilla como Arapey INIA, el color de la

- 21 -
misma se torna muy pálido, debido a una significativa disminución en el
contenido de β-carotenos, precursores de la vitamina A.
En infecciones simples, los virus involucrados en el EA no
producen síntomas en batata o éstos son casi imperceptibles y
esporádicos. Por ejemplo, SPFMV puede causar un punteado, a veces un
moteado disperso en hojas inferiores en otoño, cuando las temperaturas
comienzan a ser moderadas; SVPG produce síntomas semejantes y
SPCSV, transmitido por moscas blancas, desencadena a veces un
mosaico internerval casi imperceptible en las hojas viejas. En el caso de
SPLCV, algunos cultivares como Okinawa 100 manifiestan sólo un leve
curvado hacia arriba de los bordes de la lámina foliar. Los síntomas
severos aparecen en infecciones mixtas de SPCSV, agente que provoca
sinergismo con los restantes virus.
El ampollado y distorsión foliar también se da en ataques de
pulgones, pero sólo en las hojas jóvenes y sin síntomas como mosaico y
moteado que son propios de las infecciones virales.
Síntomas foliares de “encrespamiento amarillo” de la batata
Fig. 8. Síntomas de “encrespamiento amarillo” en cv Arapey INIA: manchones
cloróticos y enanos en un lote de producción (A) y follaje con mosaico, aclaramiento de
nervaduras, ampollado, deformación de la lámina foliar (B)
B
A
B

- 22 -
Fig. 9. Síntomas de la nueva enfermedad provocada por cinco virus en cv. Morada
INTA: manchones cloróticos y enanos (A) y detalle de hojas con disminución de su
superficie y aclaramiento de nervaduras (B)
Fig. 10. Síntomas de la nueva enfermedad provocada por cinco virus en Morada Selecta.
Manchón púrpura-anaranjado en un lote de producción (A); detalle de manchón (B) y
síntomas de mosaico y diseños lineales púrpuras alternando con parches verdes (C)
B
A
A
B
C

- 23 -
Fig. 11. Variabilidad de síntomas provocados por el “encrespamiento amarillo” en el cv.
Arapey INIA de batata: ampollado, engrosamiento y aclaramiento de nervaduras (A);
aclaramiento de nervaduras (B); punteado clorótico (C); moteado clorótico con
ampollado (D); notable reducción y deformación de la lámina foliar (E); curvado hacia
arriba del borde de la hoja, mosaico y ampollado (F); bandeado clorótico de venas,
mosaico, anillos cloróticos (G); mosaico con diseños cloróticos (H)
Síntomas radicales de “encrespamiento amarillo” en cv. Arapey
INIA
Fig. 12. Disminución en el peso y número de raíces reservantes. Izq.: producción de 10
plantas libres de virus; Der.: producción de 10 plantas enfermas crónicas (A).
Disminución del contenido de β-carotenos (Der.: plantas libres de virus; Izq.: planta
enferma crónica) (B)
A
<
B
C
D
F
G
H
E
A
B

- 24 -
Síntomas foliares en infecciones simples de los virus involucrados en
el “encrespamiento amarillo” de la batata
Fig. 12. Infección simple con SPFMV (A: punteado clorótico en cv Arapey INIA y E:
manchas cloróticas en el clon Morada Selecta); B: con SPLCV (curvado hacia arriba de
los bordes de las hojas del cv. Okinawa 100) ; C: con SPCSV (leve mosaico internerval
en hojas viejas); D: con SPVG (puntos cloróticos en el clon Sombrerito). F: ampollado
y enrulado de hojas nuevas por ataque del áfido (pulgón) Myzus persicae.
II.2- MÉTODOS BIOLÓGICOS PARA LA DETECCIÓN DE VIROSIS.
Entre éstos se destacan: el injerto sobre plantas indicadoras y la
transmisión mecánica y a través de vectores de los virus involucrados en
la patología.
D
B
A
C
E
F

- 25 -
II.2a- LA INJERTACIÓN SOBRE PLANTAS INDICADORAS. UNA FORMA RÁPIDA Y
EFICIENTE DE DETECCIÓN DE VIRUS DE BATATA.
Entre los métodos biológicos para la detección de virosis, el más
importante y contundente es el injerto sobre plantas susceptibles, como
Ipomoea setosa, que es una indicadora universal de virus de batata.
Con hoja de afeitar, se practica una incisión oblicua (0,5-1cm) en el
tallo de plantas sanas de I. setosa, de aproximadamente tres semanas de
edad, con al menos dos hojas verdaderas completamente expandidas. Se
realiza una cuña de 0,5-1cm de longitud en el extremo proximal de púas
de plantas de batata en las que se presume infección viral, que tienen una
yema y su hoja correspondiente. Dicha cuña es insertada en la incisión
oblicua efectuada en la planta de I. setosa, donde se la sostiene,
envolviendo el tallo con una tira de film. Se coloca un tutor en cada
planta injertada, que es cubierta con una bolsa plástica por siete días y
mantenida en invernadero a 25°C con buena iluminación. Los síntomas
causados por la infección viral son registrados a partir de los 10 días
desde el injerto.
Fig. 13. Injerto de batata sospechosa de virus sobre Ipomoea setosa sana. Incisión
oblicua en I. setosa sana (A); púa de la batata (B); planta ya injertada (C); ajuste con
film de la púa de batata en la planta injertada (D); cobertura de la planta injertada con
bolsa de polietileno (E)
Si la púa de batata con la que se injertó a I. setosa estaba afectada
por “Encrespamiento Amarillo”, la indicadora manifestará una
A
B
C
D
E

- 26 -
disminución del área foliar, progresiva hacia el ápice de la planta. Las
hojas quedarán reducidas a protuberancias y la planta finalmente morirá.
En infecciones simples, SPFMV sólo causará aclaramiento y
bandeado nerval (tipo prolongaciones de una pluma) en hojas inferiores
de I. setosa y luego habrá remisión de síntomas. SPVG ocasionará
mosaico en la totalidad de las hojas de la planta y SPLCV, un curvado
hacia arriba de la lámina foliar.
En el caso de infecciones simples con SPCSV, se observará un
mosaico internerval muy suave, casi imperceptible en las hojas de la
planta de I. setosa que ha sido injertada.
Fig. 14. Injerto de la indicadora Ipomoea setosa con púas de batata portadoras de: los
cinco virus causales de “encrespamiento amarillo” (A); SPFMV (B); SPVG (C);
SPLCV (D) y SPCSV (E)
II.2b- TRANSMISIÓN MECÁNICA DE VIRUS
Algunos virus involucrados en el EA se transmiten mecánicamente.
Ellos son los potyvirus SPFMV, SPVG y SPVC. Sin embargo, este
método no sirve para separar estos tres patógenos.
La transmisión mecánica consiste en, mediante empleo de mortero
de porcelana, extraer savia de la planta sospechosa de virus en una
solución adecuada a la que se le adicionan sustancias que preservan la
integridad e infectividad de la partícula viral. Posteriormente, el jugo
obtenido se inocula en plantas que son buenas indicadoras de virus por
este método, tal como Ipomoea nil. Para ello, se rocían las hojas de esta
A
B
C
E
D

- 27 -
“campanita” con un abrasivo inerte como tierra de diatomeas o
carborundum y se frota un hisopo de algodón embebido en la savia sobre
dichas hojas. Si las hojas molidas portaban virus, a los 15-20 días,
algunas de las plantas de la indicadora inoculada manifestarán síntomas
notables (aclaramiento de venas, principalmente).
Fig. 15. Ipomoea nil, “campanita” cuyas hojas muestras aclaramiento de venas
II.2c- TRANSMISIÓN DE VIRUS MEDIANTE VECTORES
En este caso, en primer lugar, los insectos vectores de virus antes
mencionados (el pulgón M. persicae y la mosca blanca B. tabaci) se crían
en condiciones artificiales y sobre plantas sanas de I. setosa.
Posteriormente, los mismos son puestos en jaulas donde se alimentan
sobre las plantas de batata sospechosas de virus, previo período de
ayunas, para ser luego trasladados a plantas sanas de I. setosa o I. nil.
Con el fin de reconocer la presencia de SPFMV, SPVG y SPVC se
emplean pulgones, respetando los tiempos de alimentación e inoculación
de los virus no persistentes. Para SPCSV y SPLCV, los vectores usados
en la transmisión (semipersistente y persistente, respectivamente) son
moscas blancas. Se hará inspección de síntomas oportunamente, y la
identificación de el/los virus presentes se efectuará mediante técnicas
más sensibles (serológicas o moleculares).
Fig. 16. Pulgones (A) y moscas blancas (B) adquiriendo virus de hojas de batata
enfermas
A
B

- 28 -
II.3- MÉTODOS SEROLÓGICOS Y MOLECULARES PARA LA DETECCIÓN DE
VIRUS DE BATATA
Los virus son organismos muy simples formados por una cubierta o
cápside proteica que envuelve al ácido nucleico o genoma viral.
La detección de la cubierta proteica y del ácido nucleico viral es
ampliamente explotada por los diagnosticadores. En el primer caso, se
utilizan métodos serológicos (ELISA y sus variantes: DAS-ELISA, TAS-
ELISA, NCM-ELISA, etc, en la que se usan antisueros: sueros que
“identifican” de manera específica al antígeno o virus que les dio origen),
inmuno-electromicroscopía (IEM) y, en el segundo, métodos
moleculares como: hibridación molecular, Reacción en Cadena de la
Polimerasa (PCR) y otros.
En el caso del EA de la batata, la detección de los potyvirus
SPFMV y SPVG, se realiza mediante NCM-ELISA (prueba serológica
que tiene por soporte una membrana de nitrocelulosa) o DAS-ELISA (el
soporte es una placa de poliestireno y en esta prueba se forma un doble
sandwich de anticuerpos), con empleo de antisueros policlonales locales.
Sin embargo, la presencia de las razas O y RC de SPFMV y del SPVC,
que no pueden ser diferenciados serológicamente, se efectúa mediante
métodos moleculares.
SPCSV-WA se diagnostica a través del empleo de un suero
monoclonal en TAS-ELISA (similar a DAS-ELISA, pero con formación
de un triple sandwich de anticuerpos), en tanto que para SPLCV se lleva
a cabo una PCR, con iniciadores degenerados universales para
sweepovirus. La presencia de este patógeno en los tejidos vegetales,
también puede ser reconocida mediante otro tipo de método molecular
denominado sonda de hibridación.

- 29 -
Fig. 17. Detección serológica de virus. DAS-ELISA (Izq.). Cada pocillo de la placa
soporte de poliestireno indica una planta diferente de batata, probada para presencia de
virus (color amarillo, cuya intensidad aumenta con la concentración de partículas
virales) y ausencia de virus: reacción incolora. NCM-ELISA (Der.): la mancha violeta
en la membrana soporte de nitrocelulosa es una muestra de batata infectada (color más
intenso: mayor concentración viral). La ausencia de mancha corresponde a planta sana
Fig. 18. Detección molecular de virus de batata. Electroforesis en gel de agarosa de los
fragmentos de ácido nucleico de sweepovirus, amplificados por PCR. M: marcador de
peso molecular, donde la banda señalada corresponde a 1000 pares de bases (KB), 12-
58: muestras de batata, la presencia de una banda a una altura de 900 kb indica
presencia de virus (muestras numeradas con rojo), +: control positivo de virus, -: control
negativo de virus
II.4- OBSERVACIONES AL MICROSCOPIO ELECTRÓNICO PARA LA
DETECCIÓN DE VIRUS DE BATATA
Los virus son ultramicroscópicos, y por ende, sólo visibles
mediante uso del microscopio electrónico, que aumenta un millón de
veces el tamaño de los especímenes y brinda, en primera instancia,
información sobre su presencia o ausencia en los tejidos de las plantas y
sobre su forma y tamaño.
M 12 17 19 20 41 49 52 56 57 58
+ -
1000 kb

- 30 -
Las observaciones al microscopio electrónico de partículas virales
pueden efectuarse a partir de la savia de plantas enfermas (tinción
negativa, IEM) o bien de cortes ultrafinos de los tejidos infectados, en los
que se detectarán cuerpos de inclusión típicos de cada grupo de virus
(conjunto de partículas virales, mezcla de las mismas con organelas, etc.)
y alteraciones citológicas, como deformación de cloroplastos,
consecuencia de la infección. Los potyvirus como SPFMV, SPVG y
SPVC, forman molinetes o láminas.
Fig. 19. Partículas virales: filamentos flexuosos (potyvirus) en savia de batata enferma
(Izq.). Cuerpos de inclusión en cortes ultrafinos de tejidos de batata enferma: molinetes
(flecha roja), laminares (flecha verde) y partículas virales (flecha marrón) (Der.)

- 31 -
CAPÍTULO III. PRODUCCIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE
SANIDAD CONTROLADA
La propagación comercial vegetativa de la batata, permite
reproducir las características de las variedades, pero representa un medio
de dispersión de patógenos sistémicos, como los virus que se perpetúan
de una estación de cultivo a la otra a través de las raíces y,
consiguientemente, de los plantines obtenidos a partir de ellas, los cuales
se utilizan como material de propagación. Igual situación se presenta
cuando se emplean trozos de guía como “semilla”. Los virus son uno de
los principales problemas sanitarios debido a su difícil detección, a sus
medios de transmisión y a la carencia de métodos químicos para su
control. Esto último, por su condición de parásitos obligados, que hace
que dependan del metabolismo celular de la planta para su
multiplicación. Por ese motivo es que la célula del hospedante se
comporta como una simple unidad productora de partículas virales y los
productos químicos no pueden controlarlos.
Los virus son una de las principales limitantes en la producción de
batata y, en la actualidad, el “encrespamiento amarillo” (EA) constituye
un alerta para la hortícola. Como consecuencia del cambio climático y
del consiguiente desplazamiento de algunos de los vectores de virus
involucrados en esta nueva virosis hacia zonas antes consideradas
templadas, la misma afecta a lotes de producción de todo el país y es de
difícil manejo al estar ocasionada por cinco agentes: El único modo
eficiente, económico e inmediato de control de esta virosis de batata es la
producción y multiplicación de plantines de sanidad controlada
provenientes del cultivo in vitro de meristemas. Tras iniciar los lotes de
producción con propágulos originados de este modo, será necesaria la
implementación de un manejo integrado que permita preservar su
condición sanitaria.
Dadas las características complejas de las virosis presentes en
cultivos de Argentina, las posibilidades de reinfección son muy altas, por

- 32 -
lo que el material de plantación debe renovarse anualmente, y el proceso
que a continuación se describe, debe llevarse a cabo de manera
continuada. Esto conducirá al saneamiento progresivo de los cultivos en
las diferentes zonas de producción de batata, permitiendo la erradicación
de patógenos virales, la recuperación de la producción y de la calidad de
las raíces reservantes.
En el marco del Proyecto Nacional de Hortalizas, Frutales y
Aromáticas (PNHFA 11060074) se propuso un sistema de producción y
distribución de plantines de batata de sanidad controlada, a los fines de su
multiplicación, que viene siendo implementado desde el año 2013.
Según el mismo, en una institución oficial como el Instituto de Patología
Vegetal, del Centro de Investigación Agropecuaria, perteneciente al
Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (IPAVE-CIAP-INTA) se
producen los plantines libres de virus, que son luego transferidos a
productores, cooperativas o asociación de productores, quienes los
multiplican en mallas antiáfidos y, posteriormente, en lotes aislados a
más de 100m de otros cultivos de batata.
III-1- SANEAMIENTO DE CLONES DE BATATA INFECTADOS CON VIRUS
Es necesario emplear el concepto de “plantines de sanidad
controlada” y no el de “plantines libres de virus”, ya que la liberación
completa de estos patógenos no siempre es segura, considerando lo antes
expresado respecto a la presencia de complejos virales infectando a la
batata.
La liberación de virus se efectúa a través del cultivo in vitro de
meristemas precedido por termoterapia, técnica de gran aplicabilidad
económica no sólo para este fin, sino en la propagación clonal de los
cultivos, en la criopreservación y en la conservación de germoplasma en
general. La misma permite también el “saneamiento” simultáneo de los
cultivares de otros patógenos tales como las bacterias y los hongos.
Los meristemas son tejidos perpetuamente jóvenes, con capacidad
embrionaria que persiste durante toda la vida de la planta

- 33 -
(totipotencialidad propia de los vegetales, a través de la cual una célula es
capaz de regenerar una planta entera). Ha sido demostrado que estos
puntos de crecimiento de brotes y raíces de plantas infectadas con algún
virus están libres de él o lo llevan solamente en concentraciones muy
bajas. El resultado final de trabajo de “saneamiento” debe comprobarse
mediante técnicas precisas de diagnóstico de virus (CIAT, 1980; CIAT,
1982; Love et al., 1987).
El proceso tienen que desarrollarse en una institución equipada y
con personal capacitado para tal fin.
Se describen los pasos llevados a cabo en IPAVE-CIAP-INTA
Córdoba:
a) Elección y control sanitario de una planta dadora de meristemas
(determinación de la presencia o no de virus e identificación).
b) Aplicación de las técnicas de eliminación de virus (termoterapia y
cultivo in vitro de meristemas).
c) Propagación de las plantas saneadas (micropropagación in vitro,
rusticación y macropropagación ex vitro).
d) Control sanitario de las plantas regeneradas (para los virus
presuntamente eliminados).

- 34 -
Fig. 20. Procedimiento de obtención de plantas madre de batata de sanidad controlada.
Cultivo de meristemas y micropropagación

- 35 -
III.1a- ELECCIÓN Y CONTROL SANITARIO DE UNA PLANTA MADRE (DADORA
DE MERISTEMAS)
La planta a partir de la cual se extraerán meristemas deberá responder
a los descriptores varietales correspondientes. Mediante métodos de
detección adecuados, se determinará si la misma se encuentra libre de
virus o infectada, paso fundamental dentro de un esquema para la
producción de plantines de sanidad controlada. Las pruebas que se
pueden efectuar son diversas y es aconsejable emplearlas de manera
complementaria para mayor seguridad en el diagnóstico. Algunas de ellas
son las mencionadas en el capítulo II: pruebas biológicas (inoculación de
plantas indicadoras, especialmente el injerto sobre I. setosa), pruebas
serológicas (distintas variantes de ELISA), observaciones al microscopio
electrónico, pruebas moleculares como PCR.
III.1b- ELIMINACIÓN DE VIRUS
La eliminación de virus de los clones de batata se realiza mediante la
aplicación complementaria de termoterapia y cultivo in vitro de
meristemas.
Termoterapia. La planta madre seleccionada como dadora de
meristemas será expuesta a alta temperatura antes de la extracción de los
mismos, lo que inhibirá la translocación y multiplicación viral en los
ápices caulinares de la planta. Esto se verá favorecido por el crecimiento
continuo de los meristemas y por la ausencia de conexión vascular entre
los mismos y el resto del tallo. Si bien es cierto que la capacidad del
meristema de regenerar una nueva planta es directamente proporcional a
su tamaño, la tasa de limpieza de virus tiene una relación inversa con el
mismo. Sin embargo, la termoterapia de las plantas madres infectadas
permite que la región libre de virus del meristema apical sea mayor, con
lo cual pueden extraerse meristemas más grandes sin riesgo de infección.
El calor puede ser usado como método terapéutico, ya que afecta
al metabolismo celular y, consiguientemente a la síntesis de virus, por lo
que su éxito depende de la capacidad que tenga el tejido vegetal de

- 36 -
soportar períodos largos de alta temperatura que inactiven al virus sin
afectar significativamente el crecimiento del tejido. Aunque el
mecanismo de acción de la termoterapia no está del todo claro, se ha
demostrado que la mayoría de los virus considerados, no fueron
eliminados sino simplemente inactivados, por lo cual las plantas tratadas
mostraron un aumento temporal en vigor y rendimiento, reapareciendo la
enfermedad en generaciones siguientes. Por esta razón, la termoterapia es
utilizada como complemento, para aumentar la efectividad del cultivo de
meristemas con el fin de saneamiento o limpieza del material de
propagación.
La planta madre se mantendrá a temperaturas de 37- 39ºC por tres a
cuatro semanas aproximadamente, 16 h de luz y 3000 lux de intensidad
lumínica y HR superior al 49%. Estas condiciones pueden lograrse en un
fitotrón. Como se expresó, este tratamiento no es suficiente para la
obtención de plantas saneadas, y deberá combinarse con el cultivo in
vitro de meristemas.
Cultivo in vitro de meristemas: se emplearán yemas apicales por su
mayor crecimiento potencial. El saneamiento de los clones infectados se
fundamenta en que la distribución de los virus en los tejidos de la planta
tiende a disminuir progresivamente hacia el meristema apical del tallo,
aumentando la probabilidad de que las células del mismo estén libres o
posean menor número de partículas, lo que no sucede en los tejidos más
diferenciados. Hay varias hipótesis que explican esto: una de ellas
plantea que, debido a la ausencia de tejido vascular en la proximidad del
meristema apical y a que las conexiones entre células a través de
“canales” llamados plasmodesmos son muy pequeñas, el virus se
desplaza lentamente hacia el meristema. Esta característica morfológica,
unida a la activa multiplicación celular que allí acontece, puede justificar
la baja concentración o la ausencia de virus en los tejidos meristemáticos.
En este proceso de activa multiplicación, dichas células utilizan casi la
totalidad de la maquinaria bioquímica celular para la formación de las

- 37 -
estructuras de las nuevas células, dejando a los virus (que son parásitos
obligados) en desventaja para su propia replicación. Sin embargo, no
todas las plantas regeneradas de esta manera estarán libres de virus y será
necesario comprobar su estado sanitario. La eficiencia de eliminación de
partículas virales dependerá del tamaño de los meristemas usados, de la
capacidad del técnico para remover meristemas y de cuáles virus se
encontraban infectando a la planta madre dadora de yemas. Por ejemplo,
el sweepovirus involucrado en el complejo EA de la batata, es muy difícil
de erradicar mediante esta metodología.
Se recomienda que la planta madre haya crecido en invernadero u
otros ambientes artificiales, para disminuir la posibilidad de
contaminación con hongos o bacterias. Se trabajará bajo condiciones de
absoluta asepsia, para lo cual el proceso se llevará a cabo en cámaras de
flujo laminar. Las puntas de los tallos serán desinfectadas
sumergiéndolas en hipoclorito de sodio (1-10%) + 0,1m/l de tween 20
(detergente) durante 5min. Luego, se enjuagarán sucesivamente en agua
estéril.
La extracción de los meristemas se hará removiendo casi todos los
primordios foliares bajo la lupa (aumentos de 10 a 15X), empleando
pinza y agujas histológicas estériles. El domo del meristema,
semicubierto por dos primordios foliares, será cortado en su base y
colocado en un tubo conteniendo medio semisólido (agar-agar) con sales
minerales, vitaminas, sacarosa y hormonas de crecimiento. Este
procedimiento se efectuará rápidamente, para evitar la deshidratación del
explanto (meristema con dos primordios foliares, a partir del cual se
regenera una nueva planta). Luego se cubrirá el tubo con film y se
colocará en una cámara de cultivo (25ºC, 18h de luz y 5000 lux de
intensidad lumínica). Bajo estas condiciones, se regenerará una planta
completa aproximadamente a los 45 días.

- 38 -
Fig. 21. Regeneración de plantas de batata de sanidad controlada a partir del cultivo in
vitro de meristemas: Termoterapia en fitotrón (A); extracción de meristemas en medio
aséptico (cámara de flujo laminar) (B); meristema apical regenerando en medio de
cultivo in vitro (C); nuevas plantas regeneradas in vitro a partir de meristemas (D)
III.1c. MICROPROPAGACIÓN IN VITRO DE LAS PLANTAS SANEADAS Y
RUSTICACIÓN EN INVERNADEROS
Las plantas regeneradas por cultivo de meristemas, deberán ser
sometidas a control sanitario antes de iniciar su micropropagación in
vitro a gran escala y posterior macropropagación ex vitro, ya que como
ya se señaló, el hecho de haberlas obtenido a partir de un meristema no
garantiza su sanidad.
En el caso de batata, las plántulas se cortarán en ocho a diez
microestacas, bajo condiciones de asepsia en cámara de flujo laminar.
Cada una de éstas se pondrá a crecer en un tubo con medio de cultivo sin
hormonas, respetando su polaridad. La misma, posteriormente, dará
origen a una nueva planta de batata. Las ocho a diez plantas hermanas
regeneradas se dividirá en dos grupos de cuatro a cinco individuos. Uno
de ellos se micropropagará nuevamente y el otro se transferirá a macetas
con sustrato estéril (1:1 mantillo:sustrato) para su posterior rusticación
bajo frasco de vidrio, en invernadero con alta HR, a 23ºC +/- 2ºC y 3000
lux. A las dos semanas, el frasco comenzará a retirarse y, al mes, las
A
B
C
D

- 39 -
plantas se descubrirán totalmente, a los fines de proceder a la verificación
de presencia o ausencia de virus.
III.1d- CONTROL SANITARIO DE LAS PLANTAS OBTENIDAS POR CULTIVO DE
MERISTEMAS y MULTIPLICACIÓN EN INVERNADEROS (MACROPROPAGACIÓN
EX – VITRO)
Las plantas rusticadas serán probadas para presencia de SPFMV,
SPVG y SPVC, SPCSV, SPLCV y, eventualmente para Sweet potato
mild speckling virus (SPMSV), detectado en la década del 90 en todos los
cultivos de batata. En la actualidad fue hallado infectando de manera
aislada y con baja incidencia algunos lotes del país.
En el caso de detectar patógenos virales en algunas de las plantas
rusticadas, se eliminarán sus hermanas mantenidas en la cámara de
cultivo. Las plantas hermanas de las que no acusaron infección viral,
continuarán el proceso de micropropagación in vitro. Este ciclo puede
repetirse varias veces hasta producir el número necesario de individuos,
los que luego serán macropropagados ex vitro bajo jaula anti-insectos
(previamente se rusticarán de la manera descripta) mantenida en
invernadero. Deberá considerarse que cuando mayor sea el número de
ciclos de micropropagación, aumentará el riesgo de inducir variabilidad
somaclonal (variabilidad que se expresa durante el cultivo in vitro) y de
perder las características del cultivar original.
La macropropagación en invernaderos consiste en tomar trozos de
guías de seis nudos, que se colocan en un sustrato adecuado, constituído
por partes iguales de tierra y mantillo (se entierran al menos tres nudos)
en el que emitirán raíces en pocos días, originando un nuevo plantín. Este
proceso se realiza de manera continuada, hasta obtener suficiente
material, que será multiplicado en el campo experimental.

- 40 -
Fig. 22. Invernadero: rusticación de plántulas obtenidas por cultivo in vitro de
meristemas (A) y macropropagación en jaulas anti-insectos (B). Interior de la jaula (B´)
Las pruebas de detección de los virus presuntamente eliminados del
material proveniente del cultivo de meristemas son las mencionadas en el
capítulo II (biológicas; serológicas, moleculares y observaciones al
microscopio electrónico) (Loebenstein, 2014).
Es importante poner énfasis en que las plántulas regeneradas suelen
tener una muy baja concentración de virus, la que puede aumentarse
significativamente injertando la indicadora Ipomoea setosa, que acusa la
presencia de cualquier virus de batata a través de la manifestación de
síntomas notables. Los métodos bioquímicos (serológicos y moleculares)
serán más eficientes en la detección de estos patógenos a partir de esta
indicadora que en batata. Se presenta a continuación un esquema de
detección de SPFMV en las plantas de batata procedentes del cultivo de
meristemas, propuesto por el Centro Internacional de la Papa
(CIP).indicadora que en batata. Se presenta a continuación un esquema
de detección de SPFMV en las plantas de batata procedentes del cultivo
de meristemas, propuesto por el Centro Internacional de la Papa (CIP).
A
B
B’

- 41 -
Fig. 23. Esquema de diagnóstico de SPFMV en plantas de batata regeneradas por
cultivo in vitro de meristemas, mediante injertación sobre Ipomoea setosa y técnicas
serológicas y moleculares

- 42 -
III.2- MULTIPLICACIÓN A CAMPO DE LAS PLANTAS DE SANIDAD
CONTROLADA EN IPAVE. ENTREGA DE PLANTINES A PRODUCTORES
ELITE Una vez comprobada la sanidad de las plantas regeneradas a partir
de meristemas y macropropagadas en invernaderos, es necesario
multiplicarlas a gran escala para su entrega a productores elite, que
continuarán con este proceso.
En el caso del IPAVE, dicha multiplicación se realiza bajo jaulón
anti-insectos ubicado en el campo experimental. El mismo posee ingreso
restringido por doble puerta y consta de dos módulos de 12 x 6m, está
cubierto con malla antiáfidos 16/10 (tela de polietileno color cristal, de
alta densidad: 16 x 10 hilos/pulgada cuadrada, que impide el ingreso de
pulgones y moscas blancas y permite adecuada ventilación e
iluminación). En su interior, a su vez, se ubican jaulitas de 1 x3 x 0,60m,
también protegidas con malla antiáfidos. En ellas se sitúan macetas
sopladas de 3 litros, conteniendo una mezcla 1:1 de tierra y mantillo, en
la que se entierran los dos o tres nudos de la porción distal despojada de
hojas, de trozos de guías (de 30-40cm) tomados de las plantas de sanidad
controlada de invernadero. Durante el invierno, el jaulón es
calefaccionado con estufas eléctricas y cubierto con tela de polietileno
LDT (larga duración térmica) de 150 micrones.
Otra alternativa de la multiplicación de plantines, es la obtención
de raíces reservantes con las que luego se harán almácigos en un lote
aislado. En este caso, los trozos de guías se plantan en el interior del
jaulón, en bordos protegidos por túneles con malla antiáfidos.
El interior y los alrededores del jaulón son mantenidos libres de
malezas, especialmente de “campanitas”, que son removidas con azada.
También deben efectuarse aplicaciones semanales de insecticidas tales
como Actara (Tiametoxam 25% p/p) a razón de 80- 100g/100L de agua,
como prevención de un eventual ataque de insectos vectores de virus.

- 43 -
Fig. 24. Multiplicación de plantines de sanidad controlada en el campo experimental de
IPAVE. Jaulón con mallas antiáfidos (A). En el interior del jaulón: jaulas (B) y túneles
(C). Plantas madres libres de virus del cv. Arapey INIA creciendo dentro de las jaulas
(D) El proceso finaliza en las instalaciones de IPAVE, con la entrega
de plantines con seis a diez hojas, de aproximadamente 30cm y con
diámetro de un lápiz que, previamente emitieron raíces en baldes con
agua, dentro de jaulas aisladas. Generalmente, los mismos se agrupan en
atados de 100, cubriendo su sistema radicular con papel absorbente
humedecido y una bolsa plástica para mantener la humedad. De esta
manera, se los envía convenientemente acondicionados dentro de cajas a
la región de destino. En otros casos, los productores elite retiran los
plantines en macetas en la institución proveedora.
El IPAVE ya entregó plantines de los cultivares: Arapey INIA, Morada
INTA, GEM, Jewel, Okinawa 100 y Covington, en diferentes zonas
productoras (Región Pampeana, NOA y NEA).
D
B
C
A

- 44 -
Fig. 25. Entrega de plantines de sanidad controlada en atados de 100 unidades (A) y en
macetas sopladas (Ing. Agr. Humberto Bonari. Villa Elisa. Entre Ríos) (B)
A
B

- 45 -
CAPÍTULO IV. MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE
BATATA DE SANIDAD CONTROLADA BAJO JAULÓN ANTI-
INSECTOS O CASAS DE MALLA
Antes de describir los casos de multiplicación de plantines
de batata de sanidad controlada que se desarrollan en Argentina, es
preciso considerar algunas normas a cumplimentar cuando este proceso
se lleva a cabo en jaulas o invernaderos:
 La jaula en donde se producen plantas de sanidad controlada,
preferentemente, deberá estar cercada con alambre olímpico perimetral.
 La superficie que circunda a la jaula estará limpia, libre de malezas que
puedan oficiar de reservorios de virus y de sus insectos vectores.
 Toda jaula debe estar cubierta por malla antiáfidos, tener doble puerta de
entrada, con antecámara entre ambas puertas y, en la medida de lo
posible, una pileta para lavarse las manos con jabón (inactiva los virus)
antes del ingreso.
 Se efectuará captura y monitoreo de insectos vectores dentro de las jaulas
mediante uso de trampas cromáticas, que serán amarillas en el caso de
pulgones alados y moscas blancas.
 Se llevará a cabo un control preventivo de insectos vectores, a través de
la aplicación de productos con bajo impacto ambiental.
 Se tomarán registros de temperatura y humedad mediante
termohidrógrafos, de manera de poder relacionar la aparición de síntomas
con dichos registros.

- 46 -
IV-MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD
CONTROLADA POR PARTE DE PRODUCTORES ELITE,
COOPERATIVAS O EN ESTACIONES EXPERIMENTALES
Los plantines producidos en IPAVE deberán ser multiplicados por
productores elite o demostradores, productores asociados o unidades
experimentales de INTA. Este proceso se realizará de manera controlada,
ya sea en lotes aislados de otros cultivos comerciales (en zonas donde no
se produce batata) o, preferentemente, en jaulas antiáfidos o en casas
malla, aisladas de los cultivos de la hortícola. La provisión de plantines
de sanidad controlada a los multiplicadores, tendrá que ser continua en el
tiempo y la renovación de material de plantación se efectuará
anualmente, dada la alta incidencia de los diferentes virus involucrados
en el “encrespamiento amarillo” en todas las regiones batateras del país.
De este modo, progresivamente, las mismas se irán “saneando” de estos
patógenos.
La asociación cooperativa de productores permitirá diluir costos y
asegurar una adecuada rentabilidad del proceso. Se procura que no sólo
los horticultores elite resulten beneficiados con la tecnología, sino que la
transfieran a sus vecinos, luego de demostrar que la misma permite una
recuperación del tipo varietal, de los rendimientos propios de cada clon y
de la calidad del producto. Estas acciones se verán complementadas con
capacitaciones, reuniones técnicas informativas y asesoramiento
brindados por virólogos del IPAVE, quienes, además, verificarán
periódicamente el estado sanitario de los plantines multiplicados en las
jaulas antiáfidos, en los almácigos protegidos y en los lotes de
multiplicación a cielo abierto. Las capacitaciones y reuniones técnicas,
tendrán por objetivo informar a todos los productores de la zona sobre la
importancia de trabajar con plantines de sanidad controlada, y alertar
sobre el riesgo de contaminación viral que conlleva la introducción de
propágulos desde otras regiones batateras, además de brindar pautas

- 47 -
sobre el manejo a seguir a los efectos de mantener la condición sanitaria
del material vegetal que se está multiplicando.
IV.1-MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD
CONTROLADA EN COLONIA CAROYA, DPTO. COLÓN. PCIA DE CÓRDOBA
La multiplicación de plantines de batata de sanidad controlada se lleva a
cabo en tres etapas: a) En jaulones ubicados en la Escuela de la Familia
Agrícola (EFA); b) En almácigos protegidos; c) En lotes aislados de
cultivos de batata
IV.1 a- MULTIPLICACIÓN EN JAULONES UBICADOS EN LA EFA
En el caso de la provincia de Córdoba, dos productores se
asociaron para trabajar de manera mancomunada en sendos jaulones
ubicados en la Escuela de la Familia Agrícola (EFA) de Colonia Caroya,
Dpto. Colón, en donde realizan, con apoyo de docentes de la EFA y de
profesionales de INTA, la multiplicación de plantines de los cvs. Arapey
INIA y Morada INTA, entregados por el IPAVE desde el año 2011. Los
jaulones poseen 45 x 12 x 3m y 45 x 6 x 3m, de largo, ancho y alto,
respectivamente, dos puertas de ingreso y su estructura está constituida
por hierro y postes de madera. Se encuentran cubiertos con malla
antiáfidos 16/10, polietileno LDT (larga duración térmica) de 150
micrones y, en el techo, además, con malla antigranizo. La cobertura con
polietileno LDT se regula de modo de mantener las condiciones
adecuadas de temperatura, humedad y ventilación dentro de los jaulones.
Fig. 26. Jaulones de primera multiplicación de plantines de batata de sanidad
controlada, ubicados en la Escuela de la Familia Agrícola (EFA) de Colonia Caroya.
Dpto. Colón, Pcia. de Córdoba

- 48 -
Aplicación de abono orgánico previo al transplante y
preparación de los bordos o camellones. Cuatro meses antes del
transplante (julio-agosto), aproximadamente 1200 kg de estiércol de aves
ya fermentado y que se mantuvo amontonado por seis meses, se
incorporan al jaulón de mayores dimensiones (270m2) (proporción
aproximada de 4,5t/ha) utilizando rejones, para mezclar el abono con el
suelo, que fue previamente trabajado con rastra de discos (dos o tres
pasadas). Luego de hacer los bordos con carpidor (rejas a 0,80m una de
otra), los surcos se inundan de modo de lograr una conveniente
mineralización del estiércol. Una vez oreado, el terreno está listo para el
transplante. Este abono es la única fertilización efectuada durante todo el
ciclo de la planta.
Si no se aplicara estiércol antes del transplante, es recomendable
fertilizar con NPK 17-17-17 (42g/m2) luego de la plantación, o bien con
urea (13 g/m2) tras el corte de las guías, a lo que sucederá un riego ligero
(Mwanga y Fuentes, 2010).
Control de malezas en pre-emergencia. Antes del transplante, se
realiza una aplicación de Teliron de Cheminova (Linuron) al suelo
previamente regado y oreado, a razón de 300cm3 en 300m2 de superficie.
Esto permite el control simultáneo de la mayoría de las malezas de hoja
ancha y de algunas gramíneas, pero no de cebollín, que se combate en
floración con glifosato, en ausencia del cultivo.
Desinfección del suelo. Conviene practicarla antes de hacer los
bordos, de modo que el producto se incorpore en los mismos al aporcar.
Se utiliza Actara como preventivo del ataque de insectos, especialmente
de “moscas blancas”, aplicado en dosis de 5-7 g/100m lineales (500-700
g/ha) con un volumen de agua de 200-300 L/ha.
Transplante. Se lleva a cabo promediando noviembre. Los
plantines de batata de sanidad controlada son colocados en los bordos a
0,30m entre sí. Poseen entre cinco y seis hojas (25-30cm), y tallo del

- 49 -
diámetro de un lápiz. De manera simultánea al transplante, se riega por
goteo. Si la cantidad de plantines no fuera suficiente como para cubrir
toda la superficie del jaulón, se realizarán cortes sucesivos de trozos de
guías con cuatro a cinco hojas tomadas de las plantas ya establecidas,
hasta completar los bordos. Arapey INIA admite más cortes que Morada
INTA, por tener crecimiento más rápido.
Riego. Los bordos deberán mantenerse húmedos, para lo cual el
riego por goteo se efectuará a intervalos de cuatro a cinco días.
Para asegurar una distribución pareja del agua en el suelo, lo ideal
es inundar los surcos cuando las plantas tengan guías de 30 a 40cm.
Posteriormente, la humedad se mantendrá en niveles apropiados
mediante el riego por goteo.
Fig. 27. Interior de un jaulón con malla antiáfidos en la EFA. Mangueras para riego por
goteo (A). Transplante de propágulos de sanidad controlada y riego por goteo en
noviembre (B)
Control preventivo de insectos. Se realiza una aplicación de
Voliamflexi de Syngenta al follaje (100 cc/15 L de agua). En su lugar
puede emplearse Confidor, de Bayer (Imidacloprid) (30 g/10 L de agua).
Ambos son insecticidas de contacto y sistémicos y poseen excelente
A
B

- 50 -
control de plagas chupadoras como pulgones y moscas blancas. Para
evitar la generación de resistencia de las últimas, se recomienda el uso
alternado de los mismos.
Raíces para almácigo. En junio, con las primeras heladas, se
corta la parte aérea de las plantas y las raíces se cosechan y apilan dentro
de cajones en galpón, a 13-15ºC y 90-95% de humedad relativa, hasta
realización del almácigo, o bien se dejan o en el interior del jaulón,
preservándolas del frío mediante cobertura de los bordos con manta
antiheladas, tela constituida por polipropileno cuyo efecto es incrementar
la temperatura. En el primer caso, Martí (2014) aconseja un piso de
bolsas de arpillera y una manguera de riego por goteo para lograr
humedad. También se pueden distribuir baldes con agua dentro del
galpón. Temperaturas más bajas pueden ocasionar daño por frío, mientras
que registros superiores a 18°C producen pérdida de peso por aumento de
la respiración y brotado. Este procedimiento permite conservar las
batatas para semilla hasta agosto. En San Pedro, se recomienda el
“curado” de las raíces, previo a su almacenamiento (a 30-35ºC y 90-95%
de humedad relativa por 6-10 días), a los fines de lograr una mejor
preservación de las mismas y evitar pérdidas de humedad (Martí, 2013d).
En septiembre, se incorpora nuevamente guano de aves al suelo
del jaulón, que permanecerá en “descanso” hasta el año siguiente. Es
importante destacar que la multiplicación de plantines de batata se realiza
cada dos años en los jaulones, de modo que los mismos se van usando de
manera alternada.
Fig. 28. Plantas de batata de sanidad controlada del cv. Arapey multiplicándose en el
jaulón antiáfidos en marzo (A). Manta antiheladas cubriendo las raíces (junio, julio) (B)
A
B

- 51 -
IV.1b- MULTIPLICACIÓN EN ALMÁCIGOS
Los almácigos al aire libre se realizan dos meses antes de la fecha
prevista para el transplante, aproximadamente en septiembre, una vez
finalizado el riesgo de heladas. Para preservar la sanidad de los brotes, se
los cubre con malla antiáfidos. Se los ubicará en terrenos altos para evitar
que se encharquen y, preferentemente de textura franca, en donde no se
haya plantado batata el año anterior, lo que permitirá preservar la sanidad
de los plantines.
Se pueden aplicar uno de estos dos herbicidas registrados para su
uso en almácigos de batata, previo riego y refinado del suelo (aradas y
rastreadas): linuron o metribuzín, que controlan la mayoría de las
malezas de hoja ancha y algunas gramíneas. El primero se usa a razón de
20 a 30 g de polvo mojable (50%)/10 L de agua, cantidad suficiente para
100m2 de almácigo. El metribuzin se aplica a la dosis de 7 a 8 cm3
(suspensión acuosa 48%) ó 4 a 5 g (formulación en gránulos al 75%) en
100m2 de almácigo.
Fig. 29. Almácigo protegido de batata de sanidad controlada (A). Detalle de plantines
del almácigo (B) en octubre
Las batatas “semilla” deben tener tamaño similar. En Colonia
Caroya, los productores emplean raíces medianas (300-400 g) para la
siembra. Las mismas se colocan paralelas en la cama de siembra, dejando
un espacio conveniente entre ellas y entre hileras. En un almácigo de
100m de largo x 2,70m de ancho, se utilizan 1500 kg de batata,
A
B

- 52 -
aproximadamente (5,5 kg/m2). (En San Pedro, Martí et al. (2014)
recomienda emplear 12-15 kg de batata/m2 de almácigo).
Una vez puestas las raíces, se las cubre con aproximadamente
5cm de tierra húmeda, con empleo de arado, y el primer riego recién se
efectuará cuando se observen brotes. El almácigo se cubre con polietileno
LDT, sostenido por arcos que, será reemplazado por la malla antiáfidos,
cuando los brotes entren en contacto con él. Esta protección será
permanente, de modo de preservar a los plantines de contaminación con
virus. Aproximadamente una superficie de 184m2 de almácigo provee
plantines para 1 ha.
En Colonia Caroya se transplanta en diciembre y los plantines se
extraen cuando poseen 25-30cm y seis a ocho hojas. Es conveniente
realizar un riego previo para que los mismos se desprendan fácilmente y
sin cortarse al separarlos de la batata “madre”. Para evitar su
deshidratación, conviene plantarlos inmediatamente luego de extraídos.
A medida que se los saca del almácigo, son colocados en cajones o en
lienzos de arpillera y, si no se plantan de inmediato, se los mantiene a la
sombra con las raíces cubiertas por bolsas de arpillera mojadas.
Los productores de Córdoba prefieren cortar los plantines con
cuchillo en vez de arrancarlos para evitar llevar enfermedades portadas
por la batata “madre” al lote de multiplicación.
A partir del almácigo, es posible obtener tres camadas de
plantines, separadas por un intervalo de aproximadamente 30 días,
siempre y cuando se suministre suficiente humedad al mismo.
IV.1c- MULTIPLICACIÓN EN LOTES AISLADOS DE OTROS CULTIVOS DE
BATATA
Con el objeto de continuar con la multiplicación del material de
sanidad controlada y obtener suficiente cantidad de plantines para su
plantación comercial, en diciembre se efectúa el transplante en lotes
separados al menos 100m de otros cultivos de batata y protegidos con
barrera de sorgo o maíz, que se pulverizarán semanalmente con

- 53 -
insecticidas, y que se ubican perpendiculares a la dirección de los vientos
predominantes.
Las labores de presiembra, generalmente consisten en dos aradas
y sus correspondientes rastreadas y en pasadas de aporcador para la
constitución de los bordos. En Colonia Caroya, dichos bordos se separan
0,80m y en ellos se disponen tres plantas por metro lineal.
El lote de multiplicación se controlará para presencia de síntomas
de virus desde el transplante y, eventualmente, plantas amarillas o de
tamaño reducido, con presumible infección viral, serán eliminadas del
mismo. La periferia y el interior del lote se mantendrán libres de
vegetación silvestre, especialmente de malezas convolvuláceas
(campanitas) que pudieran oficiar de reservorio tanto de virus como de
insectos vectores, y se realizarán aplicaciones semanales de insecticidas
que prevengan de la presencia de moscas blancas, principalmente.
Las raíces producidas permanecerán en el suelo, a los fines de
obtener plantines de línea de manera temprana, los que serán
transplantados a los lotes de producción en noviembre. Generalmente,
como material de plantación, se emplean trozos apicales de 30-40cm de
longitud, de los que se entierran al menos tres nudos, previa eliminación
de sus hojas inferiores. Si se utilizan las partes media o basal de las guías,
se obtendrán menores rendimientos.
IV.2. OTRAS ALTERNATIVAS DE MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE
SANIDAD CONTROLADA
IV.2a- MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DURANTE EL INVIERNO EN CÁMARA
DE ENRAIZAMIENTO
Complementariamente, los productores elite de Colonia Caroya
efectúan multiplicación de plantines durante el invierno, en una cámara
de enraizamiento de la Comuna de Vicente Agüero, localidad contigua a
Colonia Caroya. La misma posee un sistema de niebla intermitente (mist)
que favorece la emisión de raíces de las estacas que se ubican en una
cama caliente de perlita.

- 54 -
Fig. 30. Cámara de enraizamiento de plantines de batata de sanidad controlada. Cama de
perlita (A). Picos de niebla intermitente (B). Plantín enraizado (C)
IV.2b- ESTACAS UNINODALES COMO MÉTODO RÁPIDO Y ECONÓMICO DE
MULTIPLICACIÓN DE PLANTAS DE BATATA DE SANIDAD CONTROLADA
Como toda especie de propagación vegetativa (trozos de
guías), la batata posee baja tasa de multiplicación. Con el objeto de
obtener mayor cantidad de plantines de sanidad controlada por unidad de
tiempo, Martí (2012, com. pers.), a través de su experiencia, acentuó las
ventajas de un método propuesto por Marca (1990) basado en la
multiplicación rápida, utilizando esquejes de un nudo. Partiendo de una
raíz, a los tres meses es posible lograr entre 400 y 750 plantines, es decir:
si se plantan seis batatas en septiembre, en diciembre se tendrá cerca de
3.000 plantines, que rendirán aproximadamente 1,5 t de raíces de sanidad
controlada en el otoño, las cuales serán luego usadas en el almácigo. Este
investigador, además comprobó que, si los esquejes uninodales son
plantados a una densidad de 10 x 5cm en un sustrato sin suelo (corteza de
pino compostada y turba subtropical), con aplicación a la siembra de un
fertilizante de liberación lenta y con riego por goteo, se obtiene una
aceptable cantidad de plantas.
A
B
C

- 55 -
Fig. 31. Esquema de obtención rápida de plantines de sanidad controlada, a partir de
estacas uninodales de batata (Martí, 2012)
IV.2c- CASAS DE MALLA COMO FORMA ECONÓMICA Y PRÁCTICA DE
MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD CONTROLADA
Una opción para productores de menores recursos y que, por
alguna razón, no pueden asociarse con otros, es la construcción de casas
de malla, muy empleadas en regiones productoras de batata de Perú y en
la Provincia de Shandong, China. Tal como se muestra en la figura, esta
sencilla construcción consta de una base de cemento, palos, alambres de
sostén y malla antiáfidos. Considerando la realización de cinco cortes y
extrayendo tres estacas por planta en cada uno de ellos, en la zona de
producción de Perú, se obtienen 150.000 esquejes por año, en una cama
de “siembra” en la que, inicialmente se colocaron 10.000 plantas madres.
1-1,5 meses
1 batata
8-10 brotes
400-750 plantines
40-50 segmentos de un
nudo
2 meses

- 56 -
Fig. 31. Casa de malla en Perú. Dimensiones y materiales de construcción (A). Interior
de la casa de malla (B). Camas de “siembra” y producción de esquejes básicos. Se
observan trampas amarillas y adhesivas para la captura y monitoreo de insectos vectores
(C) (Fotos: INIA Perú)
IV.3. MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD
CONTROLADA EN DIFERENTES REGIONES PRODUCTORAS DE ARGENTINA
Se presenta en primer lugar, como modelo de multiplicación y
provisión de plantines de batata de sanidad controlada, al llevado a cabo
en la EEA INTA El Colorado, Formosa. Luego, son mostrados casos de
diferentes provincias productoras.
IV.3a- MODELO DE “SANEAMIENTO” DE VIRUS EN EL CULTIVO DE BATATA
DE LAS REGIONES PRODUCTORAS DE LA PCIA. DE FORMOSA
Las virosis están afectando con alta incidencia y
significativas mermas en la producción, a los cultivos de batata de la
Pcia. de Formosa.
Desde noviembre de 2014, la Lic. Rosa Elena Hoyos, de la
EEA INTA El Colorado, viene desarrollando un programa modelo de
multiplicación y distribución de plantines de batata de sanidad
A
B
C

- 57 -
controlada, ante la demanda emergente de las zonas batateras de tres
territorios de dicha provincia, que son abordadas por INTA a través de
los respectivos Proyectos Regionales con Enfoque Territorial (PRET), en
articulación con el Proyecto Nacional de Hortalizas, Flores y Aromáticas
(PNHFA 1106074), módulo “Batata”. Los territorios considerados por
los PRETs y las Agencias de Extensión Rural de INTA (AER) con
ingerencia en los mismos son: Región Central (AER INTA Güemes y
AER Ibarreta), Región Este (AER Formosa y AER Laguna Blanca) y
Región Antiguo Delta del Bermejo (AER San Martín y El Colorado),
donde ya fueron entregadas un total de 9970 guías (mitad del cv.
Okinawa 100 y mitad de Arapey INIA) procedentes de plantas de batata
de sanidad controlada de los módulos de multiplicación, con acciones
coordinadas por la Lic. Hoyos en EEA INTA El Colorado. Una de las
ventajas de esta región, es que resulta factible la producción
prácticamente continua de material de estas características, debido a las
condiciones climáticas imperantes.
Los pasos para a multiplicación y distribución del
material de propagación de batata con sanidad controlada son los
siguientes:
Provisión de plantas madre de sanidad controlada y
multiplicación de “semilla básica”. Las plantas madre pertenecen a los
cvs. Okinawa 100 y Arapey INIA y su origen es el IPAVE- CIAP- INTA.
Como apoyo al proyecto de El Colorado, en esta primera etapa, fueron
previamente multiplicadas por el Ing. Agr. Pablo Gauna, en la EEA
INTA Bella Vista.
Primera multiplicación de “semilla básica” en núcleos de la
EEA INTA El Colorado. Los plantines ingresan en una pequeña jaula
con malla antiáfidos, donde son mantenidos, aclimatados y multiplicados
hasta obtener suficiente cantidad de material para ser transplantada en los
módulos de multiplicación. Con la misma finalidad se emplean túneles
fabricados con arcos y cobertura de malla antiáfidos.

- 58 -
Fig. 32. Jaula (A) y túnel (B) de multiplicación de las plantas madres de batata de
sanidad controlada de los cvs. Arapey INIA y Okinawa 100 ubicada en la EEA INTA El
Colorado
Producción de estacas en módulos. Se cuenta con dos
módulos de multiplicación de 50 x 7,5 x 3m, en cuyo interior, y usando
un marco de plantación de 0,90 x 0,50m, se dispusieron 1200 plantas
madres de sanidad controlada, donadoras de guías (600 del cv. Okinawa
100 y 600 de Arapey INIA). Éstas son conducidas verticalmente en una
espaldera de cuatro alambres (el primero a 0,40m de altura y los restantes
separados 0,50m entre sí), los cuales que se ajustan o se aflojan con
torniquetes, de acuerdo a la necesidad. El tutorado diario comienza a los
35 días del transplante y se realizan aplicaciones quincenales de
insecticidas y acaricidas de manera preventiva. En caso de observar
insectos o ácaros, la frecuencia de las mismas es semanal. El riego es por
goteo y se practican dos a tres cortes de guías por semana, de modo que
el rendimiento es de 800 estacas de seis yemas por día (4000 estacas por
semana). En todas las tareas, se encuentran involucradas dos personas
con jornadas de 6 a 8h.
Se prevé una renovación anual de los materiales básicos de
sanidad controlada en los núcleos de multiplicación.
A
B

- 59 -
Fig. 33. Módulo de multiplicación de plantines de batata de sanidad controlada (A).
Interior del módulo (B). Conducción en espaldera de las plantas madres (C)
Entrega programada de estacas (de aproximadamente seis
yemas) a las diferentes unidades operativas de INTA. Las AER de las
tres regiones mencionadas implementan los núcleos semilleros de
sanidad controlada en sedes de asociaciones, institutos, feriantes
productores demostradores (segunda multiplicación, de donde se
obtendrá el material para plantación en lotes comerciales). Esta acción se
complementa con la ejecución de capacitaciones y constante
acompañamiento del productor en la tarea de multiplicación de material
de sanidad controlada para la plantación. Del mismo modo, se efectúa la
remoción completa de los cultivos de la zona, los cuales presentan
infección viral.
Se prevé el reemplazo anual de propágulos en los lotes
destinados a la producción. Este manejo, permitirá el “saneamiento”
progresivo de los cultivos de batata en la Pcia. de Formosa.
IV.3b- MULTIPLICACIÓN DE PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD
CONTROLADA EN OTRAS REGIONES DEL PAÍS
En el marco del Proyecto Nacional de Hortalizas, Frutales y
Aromáticas (PNHFA 11060074) de INTA y, dentro del Proyecto
Estratégico (PE) coordinado por Héctor Martí, se está llevando a cabo la
multiplicación de plantines de batata de sanidad controlada en diferentes
A
B
C

- 60 -
regiones productoras del país, con supervisión de la coordinación del
módulo Batata de dicho PE (Coordinadora: Liliana Di Feo).
A continuación, se muestran ejemplos de las jaulas
antiáfidos para la primera multiplicación de plantines de sanidad
controlada, fabricadas en diferentes regiones productoras de batata.
San Pedro, Pcia. de Bs.As. En la figura 34 se muestra un
invernadero de 9 x 15 x 3m, con estructura de hierro galvanizado, malla
antiáfidos, dos puertas de ingreso, cortinas laterales de plástico LDT, que
según la necesidad, se levantan o bajan accionando un motor eléctrico.
Este invernadero está rodeado de cerco perimetral y en su interior cuenta
con una jaulita de 3 x 6 x 2m, también cubierta con malla antiáfidos, en
donde se ubicarán las macetas con las plantas madres de batata de
sanidad controlada. Las mismas se multiplicarán en bandejas dentro del
invernáculo principal, para luego llevarlas a un lote alejado de toda zona
de producción de batata, a los fines de producir “semilla” para los
almácigos.
Fig. 34. Jaulón antiáfidos en San Pedro (A). Jaula para mantenimiento de “plantas
madre” de batata de sanidad controlada (B). Motor para subir y bajar el plástico LDT
(C). Fotos: W. Kissling
San José. Pcia de Entre Ríos. El jaulón con malla antiáfidos
posee 40m de largo x 5,60m de ancho x 2,30m en la cumbrera (1,40m en
los costados) y su estructura está conformada de palos y hierro
galvanizado y cubierta con polietileno LDT de 150 micrones. La
A
B
C

- 61 -
multiplicación de plantines de sanidad controlada del cv. GEM,
producidos en IPAVE, se lleva a cabo en San José, Entre Ríos, bajo la
dirección del Ing. Agr. Humberto Bonari. El transplante fue realizado a
principios de marzo.
Fig. 35. Multiplicación de plantines de batata cv. GEM de sanidad controlada en San
José, Entre Ríos. Jaulón antiáfidos (A). Interior del jaulón (B). Plantas de sanidad
controlada cv. GEM (C) al mes y medio desde el transplante (comienzos de marzo).
Fotos: H. Bonari.
Concordia. Pcia. de Entre Ríos. La jaula, ubicada en la
EEA INTA Concordia, construída con postes de madera, malla antiáfidos
y cubierta exterior de polietileno LDT de 150 micrones, mide 10 x 5 x
2,5m de alto en su cumbrera (1,80m en los costados). Allí se multiplican
plantines libres de virus del cv. GEM (distancia entre bordos: 0,80m y
entre plantines: 0,35m), bajo la dirección de la Ing. Agr. Elena Gagliano.
Fig. 36. Jaula antiáfidos ubicada en la EEA INTA Concordia (A). Plantines de batata de
sanidad controlada del cv. GEM (B). Fotos: E. Gagliano
Bella Vista. Pcia. de Corrientes. La casa de malla
construida por el Ing. Agr. Antonio Ishikawa, productor individual, posee
A
B
C
A
B
C

- 62 -
24 x 14 x 2m. Inicialmente, las plantas madres de los cvs. Arapey INIA y
Okinawa 100 fueron multiplicadas dentro de jaulitas de 3 x 1 x 0,60m.
En la casa de malla, las plantas fueron conducidas de la
manera convencional (sobre el bordo) y también verticalmente,
sostenidas por alambres.
A partir de esta casa de malla, se proveyeron plantines a
EEA INTA Bella Vista, a la Coooperativa Agrícola de Malabrigo (Pcia.
Santa Fe) y a EEA INTA El Colorado.
Fig. 37. Casa de malla en Bella Vista, Corrientes (A). Multiplicación de plantines de
sanidad controlada del cv Okinawa 100, conducidos horizontalmente (B) y de manera
vertical (C y D). Fotos: A. Ishikawa
Malabrigo. Pcia. de Santa Fe. Se realiza la multiplicación
de plantines de sanidad controlada del cv. Arapey INIA, bajo la dirección
del Ing. Agr. Mario Gerber, Cooperativa Agrícola Malabrigo, dentro de
un jaulón de 25 x 7 x 3m, con malla antiáfidos, doble puerta de ingreso y
características similares al de San José, Entre Ríos.
A
B
C
D

- 63 -
Fig. 38. Jaulón antiáfidos de la Cooperativa Agrícola de Malabrigo. Santa Fe (A).
Plantines de sanidad controlada del cv. Arapey INIA (B). Fotos: M. Gerber
A
B

- 64 -
CAPÍTULO V. MANEJO DE LOTES DE MULTIPLICACIÓN DE
PLANTINES DE BATATA DE SANIDAD CONTROLADA Y DE
LOTES COMERCIALES
El saneamiento de los cultivos de batata de una determinada zona
de producción, dependerá no sólo del empleo de material de plantación
de sanidad controlada para virus y otros patógenos sistémicos. Este será
sólo el inicio de un proceso que deberá complementarse con un manejo
integrado y prácticas fitosanitarias que, en lotes de multiplicación y en
los destinados a la producción comercial, impidan el ingreso y la
diseminación de virosis. El tiempo de renovación de “semilla” dependerá
de la incidencia de los diferentes virus involucrados en la enfermedad
(cantidad de inóculo) y del tamaño de las poblaciones de insectos
vectores (pulgones y moscas blancas) presentes en la zona considerada.
A continuación, se mencionan aspectos relativos al manejo, en los
que se pondrá especial atención:
Naturaleza del material de plantación
En primer lugar, debe evitarse el uso de material de plantación
adquirido en otras regiones productoras de batata, que conlleva la
introducción inadvertida de patógenos foráneos. Será preciso
concientizar al productor sobre la importancia de iniciar sus cultivos con
“semilla” probada para virus, el medio más eficiente de control de los
virus de batata, siempre y cuando se lleve a cabo dentro de un plan de
manejo integrado con otras prácticas desarrolladas a tal fin. En lo posible,
los campos seleccionados para la multiplicación de material de
plantación de sanidad controlada, deberán tener baja presión de insectos
vectores de virus. La instalación de trampas de color amarillo,
impregnadas con una sustancia adhesiva, será útil para monitorear la
población de moscas blancas y de pulgones y conocer la dinámica de
vuelo de estos vectores. Puede emplearse aceite de motor, que debe ser
reemplazado con frecuencia porque el agua lo lava fácilmente o bien,

- 65 -
agua con detergente. También, pueden usarse latas como las de dulce de
batata, que en su interior se pintan de amarillo y se llenan con agua como
elemento de captura (trampas de Moericke).
Fig. 39. Trampas adhesivas de color amarillo, distribuidas en los lotes de multiplicación
de batata de sanidad controlada
Selección del material de plantación desde plantas asintomáticas
provenientes de lotes con baja expresión de virosis
En caso de no contar con propágulos de sanidad controlada, los
cultivos deberán iniciarse con material de plantación que provenga de
lotes en donde la incidencia de virosis sea mínima. Esta medida
disminuye las posibilidades de tomar estacas desde plantas infectadas
(Gibson y Aritua, 2002).
Distanciamiento entre lotes de batata superior a 100m
Deben evitarse las fuentes cercanas de virus, es decir que resulta
conveniente que los lotes en donde se realiza la multiplicación de
plantines de batata de sanidad controlada y los comerciales en donde se
plantó material de estas características, estén distanciados al menos 100m
de otros cultivos, ya que es difícil que los vectores de virus (moscas
blancas y áfidos) recorran esa distancia en poco tiempo (Gibson et al.,
2004; Aritua et al., 2003).
En el caso de enfermedades en las que están involucrados Sweet
potato feathery mottle virus (SPFMV) y Sweet potato chlorotic stunt
virus (SPCSV), es preciso considerar que éstos son transmitidos
respectivamente de manera no persistente y semipersistente por sus
vectores (áfidos y moscas blancas), por lo que las tasas de transmisión

- 66 -
caen rápidamente (en pocos minutos en el caso de SPFMV y en escasas
horas, en el de SPCSV). Además, los pulgones no colonizan el cultivo y
generalmente, llegan a los lotes de batata como formas aladas
procedentes de otros hospedantes, para alimentarse arriba de la parte
aérea de la planta, pero cuando lo hacen, ya han perdido su capacidad de
transmisión de virus.
Dado que SPCSV es el determinante de la aparición de síntomas y
daños, cuando ocurre en infecciones mixtas, la dispersión de las
enfermedades depende de la diseminación de este patógeno por parte de
las moscas blancas. Por lo tanto, dichos vectores de SPCSV son los
"conductores" indirectos de la dispersión de las virosis. El patrón de
vuelo de estos insectos en batata consiste en cortas trayectorias entre
plantas vecinas y es muy raro que las mismas se desplacen más allá de
0,5m arriba de la parte aérea (Byamukama et al., 2004).
Consiguientemente, la diseminación del virus desde una parcela infectada
está concentrada en los primeros metros y prácticamente no ocurre fuera
de un cultivo, tal como puede observarse en la siguiente figura, en la que
se muestra la incidencia de SPVD en los meses posteriores al transplante
dentro de la parcela infectada y en lotes distanciados a 15m de la misma.
Fig. 40. Dispersión de sweet potato virus disease (SPVD) dentro de una parcela
infectada con la enfermedad y en parcelas ubicadas a 15m de la misma. La barra indica
el error estándar. Clark et al. 2012.
Meses luego de la plantación
Incidencia (%) de SPVD/parcela
Dentro de la parcela
15m desde la parcela infectada

- 67 -
Descarte de plantas infectadas
De acuerdo a lo mencionado, el descarte de plantas infectadas
(roguing) para remover las fuentes de virus y limitar su dispersión por los
vectores dentro de un cultivo es un medio efectivo para controlar
complejos virales en los que interviene el SPCSV. Tal como se aprecia
en el siguiente gráfico, resulta conveniente eliminar plantas enfermas
durante el primer mes luego de la plantación (menor incidencia de
SPVD). Si el descarte de plantas enfermas se efectúa a lo largo del ciclo,
la incidencia de la enfermedad es mayor que en el caso anterior y resulta
muy alta, si no se efectúa roguing (Aritua et al., 2003; Clark et al. 2012).
Se demostró que SPFMV podía ser fácilmente transmitido por el
pulgón Myzus persicae desde plantas de batata coinfectadas con SPCSV,
con síntomas del complejo viral sweet potato virus disease (SPVD), pero
no desde aquéllas con infecciones simples (asintomáticas). Esto sucede
porque, en infecciones mixtas, el SPCSV causa un significativo
incremento en la concentración de SPFMV, lo que facilita su adquisición
por el vector.
Por otra parte, es probable que plantas coinfectadas (que exhiben
clorosis y mosaico, entre otros síntomas) sean más atractivas para las
moscas blancas, favoreciendo la transmisión de SPCSV en lotes de
batata. Se comprobó que la remoción de plantas con síntomas de virosis
en el lote, reduce la población de las moscas blancas, la incidencia de los
complejos virales y el daño de los mismos sobre la producción (Karyeija
et al., 1998; Valverde et al.; 2007; Muturi et al., 2007).
Como se expresara oportunamente, si bien la selección de plantas
asintomáticas para plantación y la eliminación de plantas enfermas
pueden ser empleadas como manejo efectivo de complejos virales en los
que participa SPCSV, es una medida inadecuada para controlar a los
sweepovirus, ya que es posible que se seleccionen propágulos a partir de
plantas sin síntomas aparentes, pero infectadas, lo que favorecerá su
dispersión de un ciclo de cultivo al otro. También resulta difícil la

- 68 -
eliminación de plantas con infecciones simples, ya que, por lo general,
éstas no causan sintomatología o la misma es muy poco conspicua y sólo
aparece estacionalmente (Di Feo, 2014).
Fig. 41. Efecto de la eliminación de plantas con síntomas en la dispersión de sweet
potato virus disease(SPVD). La barra indica el error estandar. Clark et al. 2012.
Rotación de cultivos
Las raíces y estacas de plantas infectadas sobreviven en el suelo
produciendo plantas enfermas, desde las cuales la virosis se diseminará
rápidamente en el nuevo cultivo. Por tal motivo, es conveniente no
cultivar batata sobre batata. Además, el monocultivo ocasiona plantas
más débiles y más susceptibles a enfermedades (Di Feo, 2014).
Destrucción de residuos de cosecha
Luego de la cosecha, el follaje remanente deberá destruirse o, de
ser posible, suministrarse al ganado. También es preciso eliminar las
raíces que quedan en el lote, especialmente las pequeñas, pues existe alta
probabilidad de que provengan de plantas con virus (Di Feo, 2014).
Destrucción de especies silvestres
El control de la vegetación más cercana a los lotes con batata
probablemente reduzca significativamente las poblaciones de vectores y,
por lo tanto, la incidencia de las enfermedades (Ngailo et al., 2013).
Incidencia (%) de SPVD/parcela
Meses luego de la plantación
sin eliminación de plantas sintomáticas
con eliminación a lo largo del ciclo
con eliminación 1 mes luego de
plantación

- 69 -
Los áfidos transmisores de virus de batata, no colonizan al cultivo sino
que llegan a él como formas aladas itinerantes, desde otras plantas
hospedantes silvestres convolvuláceas (Ipomoea) o “campanitas”,
cercanas a los lotes con la hortícola. Por lo tanto, las mismas constituyen
no sólo reservorios de virus (son susceptibles a la mayoría de estos
patógenos) sino también de sus vectores.
El rol de estas malezas en la epidemiología de las virosis del
cultivo no ha sido críticamente evaluado. Sin embargo, algunas actuarían
como reservorios naturales de SPFMV y Sweet potato virus G (SPVG),
pues la concentración de estos virus en sus tejidos es superior a la hallada
en batata. Por ende, son hospedantes más eficientes para la adquisición
de los patógenos virales por parte de los vectores en el campo.
En EEUU se encontró que la especie perenne Ipomoea
trichocarpa, que sobrevive en los meses de invierno, es un hospedante
alternativo de SPFMV, el que también fue detectado en las malezas
anuales: I. heredacea, I. heredifolia e I. lacunosa. En Uganda, 24
especies silvestres de la familia convolvuláceas (género Ipomoea,
Hewittia y Lepistemon) que crecían en diferentes regiones
agroecológicas, se infectaron con distintas razas del SPFMV (Tugume et
al., 2008).
En España, el 60% de las plantas probadas de I. alba, “dama de noche”,
estuvieron infectadas por diferentes sweepovirus (Lozano et al., 2009).
En Argentina, se encontró que Ipomoea cairica es hospedante alternativo
perenne de SPFMV (Di Feo et al., 1989).
Manejo de la población de moscas blancas para el control de
sweepovirus
Las moscas blancas pueden controlarse mediante el empleo de
químicos o la erradicación de malezas y de otras fuentes de virus que, en
algunos casos, resultan eficientes para el manejo de los sweepovirus,
dada su forma persistente de transmisión. El potencial aumento de
rendimiento debido al empleo de materiales de plantación de sanidad

- 70 -
controlada podría perderse en el segundo año de plantación, debido al
efecto acumulativo de los virus reintroducidos por los insectos vectores.
En plantaciones experimentales con alta proporción de plantas
infectadas con el sweepovirus Sweet potato leaf curl virus (SPLCV) y
grandes poblaciones de moscas blancas, ocurrió una rápida reinfección
de las plantas libres de virus en el segundo año de plantación en el
campo. En función de lo expresado y ante el creciente desplazamiento de
estos vectores hacia regiones templadas por efecto del calentamiento
global, el manejo de las moscas blancas es crítico para el control del
SPLCV. Es comprobada la eficiencia de la aplicación alternada de los
insecticidas dimetoato y karate, para el control de moscas blancas en
ensayos de batata.
Si bien el control químico de los áfidos vectores no es eficiente,
debido a que los mismos transmiten los virus de manera no persistente,
hay estudios en Louisiana, EEUU, que indican que aunque los pulgones
están presentes en todo el ciclo del cultivo, la transmisión significativa de
potyvirus por parte de los mismos ocurre en un corto ciclo que abarca de
uno a dos meses desde el transplante de las guías a campo. Por ello es
que un área de investigación futura se centrará en el desarrollo de
lineamientos que los agricultores puedan usar, tal como los sprays con
aceites minerales, barreras de cultivo y otros que reduzcan la dispersión
de virus durante el período crítico (Di Feo, 2014).
Por último, debe considerarse que el control químico de insectos
vectores puede no ser económicamente rentable si la batata no es bien
comercializada y si se la realiza como cultivo de subsistencia (Rukarwa
et al., 2010).
Plantación de barreras de cultivo
En ensayos experimentales se demostró que las barreras de maíz
son altamente eficientes para proteger los lotes (Gutiérrez et al., 2003).
Sin embargo, hay experiencias que indican que las mismas deben
rociarse regularmente con insecticidas para eliminar los insectos que

- 71 -
pudieran quedar atrapados, sobre todo cuando la temperatura es elevada y
la humedad escasa (Muturi et al., 2007; Gibson et al., 2004; Ngailo et al.,
2013). De igual modo, si se colocan barreras de cebada entre parcelas
separadas a 3m entre sí, se minimizan el movimiento de insectos vectores
(áfidos y moscas blancas) y la transmisión de virus desde parcelas
infectadas a sanas (sólo existe un 1% de contaminación por estos
patógenos).
Protección cruzada
En Japón, se probó experimentalmente la protección cruzada para
virus de batata. Ésta ocurre con razas del mismo virus o con virus
íntimamente relacionados. Se logró, luego de inocular plantas de batata
con una raza suave del SPFMV, que infecciones posteriores con la raza
severa russet crack no dieran síntomas o bien que éstos fueran muy
suaves. Esta medida es sólo viable para pequeñas extensiones de cultivo
(Yamasaki, 2009).

- 72 -
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Aritua V, Bua B, Gibson R, Mwanga R, Adipala E. 2003. Toward integrated
management of sweet potato virus disease: Lessons from Uganda. African Crop
Science Conference Proceedings 6: 307-314.
Austin DF. 1988. The taxonomy, evolution and genetic diversity of sweet
potatoes and related wild species. En: P. Gregory. Exploration, Maintenance,
and Utilization of Sweet Potato Genetic Resources. First Sweet Potato Planning
Conference, 1987. Lima, Peru: International Potato Center. Pp. 27–60.
Bejerman N, Zanini A, Luque A, Rodríguez Pardina P, Di Feo L del V. 2014.
Uso de next-generation sequencing para la caracterización de los aislamientos
argentinos de Sweet potato virus C (SPVC) y Sweet potato feathery mottle virus
(SPFMV) y desarrollo de multiplex RT-PCR para su detección simultánea.
Libro de resúmenes XXXVII Congreso Argentino de Horticultura. Mendoza. P.
42.
Biderbost E, Brugnoni E, Mollinedo V, Di Feo L. 1990. Estimación de daños
producidos por el Sweet potato feathery mottle virus (SPFMV) en la cv Morada
INTA de batata (Ipomoea batatas (L.) Lam). Revista de Investigaciones
Agropecuarias (RIA). XXII (1): 251-255.
Bourke RM, Vlassak V. 2004. Estimates of food crop production in Papua New
Guinea. Land Management Group, The Australian National University,
Canberra. 26pp.
Byamukama E, Gibson RW, Aritua V, Adipala E. 2004. Within crop spread of
sweet potato virus disease and the population dynamics of its whitefly and
aphid vectors. Crop Prot. 23: 109-116.
Campbell RN, Hall DH and Mielinis NM. 1974. Etiology of sweet potato russet
crack disease. Phytopathology 64: 210-218.
Castellano P., Biderbost E, Ducasse D, Di Feo L. 1995. Influencia del ambiente
en la manifestación del "Enanismo Clorótico" de la batata. Libro de resúmenes
XVIII Congreso Argentino de Horticultura. Termas de Río Hondo. P. 79.

- 73 -
Castellano P, Biderbost E, Ducasse D, Di Feo L. 1996. Relación planta-
patógeno- ambiente en la expresión del enanismo clorótico de la batata. San
Juan. Libro de resúmenes XIX Congreso Argentino de Horticultura. P. 24.
Centro Internacional de la Papa. 2003. Sweet potato facts. www.cipotato.org.
Consultado 10/04/2003.
CIAT. Centro Internacional de Agricultura Tropical. 1980. El cultivo de
meristemas de yuca. Guía de Estudio para ser usada como complemento de la
Unidad Audiotutorial sobre el mismo tema.40 pp. Serie 04SC-02.02.
CIAT. Centro Internacional de Agricultura Tropical. 1982. El cultivo de
meristemas para el saneamiento de clones de yuca. Guía de Estudio para ser
usada como complemento de la Unidad Audiotutorial sobre el mismo tema.
45pp. Serie 04SC-02.05.
Clark C, Hoy MW. 2006. Effects of Common Viruses on Yield and Quality of
Beauregard Sweet potato in Louisiana. Plant Dis. 83-90.
Clark CA, Davis JA, Abad J, Cuellar WJ, Fuentes S, Kreuze J, Gibson RW,
Mukasa SB, Tugume AK, Tairo F, Valkonen JPT. 2012. Sweet potato viruses:
15 years of progress on understanding and managing complex diseases. Plant
Dis. 96, 168-185.
Cuellar W; Gálvez M, Fuentes S., Tugume J, Kreuze J. 2014.Synergistic
interactions of begomoviruses with Sweet potato chlorotic stunt virus (genus
Crinivirus) in sweet potato (Ipomoea batatas L.). Mol.PlantPathol. 1-13.
Di Feo L, Giménez Pecci M, Nome S. 1989. Avances sobre los estudios de la
etiología del Enanismo Clorótico de la batata en Argentina. Libro de resúmenes
VII Jornadas Fitosanitarias Argentinas. Salta. Argentina.
Di Feo L, Nome S, Ducasse D, Alvarez V, Biderbost E. 1994. Caracterización
parcial de un nuevo virus en plantas de batata (Ipomoea batatas (L.) Lam) cv
Morada INTA afectadas por "Enanismo Clorótico". Libro de resúmenes XVII
Congreso Argentino de Horticultura y VI Congreso Latinoamericano. Huerta
Grande. Córdoba.

- 74 -
Di Feo L, Nome S, Biderbost E, Fuentes S, Salazar L. 2000. Etiology of Sweet
Potato Chlorotic Dwarf Disease in Argentina. PlantDisease 84: 35-39.
Di Feo L, Rodríguez Pardina P, Martí H, Nome C. 2013. Enfermedades de
Ipomoea batatas (L.) Lam. (batata, camote). En: Atlas Fitopatológico
Argentino. Vol. 4 Nº4. Diciembre 2012. Edit: Nome, S.F., Docampo, D.M.,
Conci, L.R. ISSN: 1851-8974. Córdoba. Argentina.
http://rian.inta.gov.ar/atlas/Inicioaspx#/ConsultaGeneral?Id=712.
Di Feo L. 2013. Enfermedades Virales de Batata. En: Sanidad en Cultivos
Intensivos 2013. Módulo 3: Batata, arveja, hortalizas de hoja y aromáticas. No
hay sencillez que no esconda sus vueltas. Estación Experimental Agropecuaria
San Pedro. Pp: 13-20.
Di Feo L. 2014. Enfermedades causadas por virus. En: Martí H, Chiandussi
MC, Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el gran cultivo y
la huerta familiar. Pp 46-54.
Gibson RW, Aritua V. 2002. The perspective of Sweet potato chlorotic stunt
virus in sweet potato production in Africa, a review. Afr. Crop Sci. J. 10, 281–
310
Gibson, R, Aritua V, Byamukama E, Mpembe I, Kayongo J. 2004. Control
strategies for sweet potato virus disease in Africa. Virus Research 100: 115-122.
Gutiérrez DL, Fuentes S, Salazar L. 2003. Sweet potato Virus Disease (SPVD):
Distribution, Incidence and Effect on sweetpotato yield in Peru. Plant Dis.87:
297-302.
Instituto Nacional De Estadísticas y Censos. 2002. Censo Nacional
Agropecuario.
Italia, R. 1991. Difusión de plantines de batata libres de virus en jaulas
antiáfidos y zonas aisladas. Seis años de experiencia a campo con productores
en la provincia de Córdoba. Informe Técnico Nº 22. Agencia de Extensión
Rural Jesús María. Pcia de Córdoba. 15 pp.
Italia, R. 2003. La batata en la provincia de Córdoba. Ciclo 2002-2003.
Proyecto Frutihortícola. Tecnologías para el Desarrollo Sustentable Regional

- 75 -
Boletín Informativo Nº 5. Ediciones INTA. Disponible en:
http://www.inta.gov.ar/manfredi/info/boletines/extension/frutales/lf-bole5.pdf.
Karyeija RF, Gibson RW, Valkonen JPT. 1998. The significance of Sweet
potato feathery mottle virus in subsistence sweet potato production in Africa.
Plant Disease 82:4-15.
Karyeija RF, Kreuze JF, Gibson RW, Valkonen JPT. 2000. Synergistic
interaction of a potyvirus and a phloem limited crinivirus in sweet potato plants.
Virology 269: 26-36.
Lefeuvre P, Martin DP, Hoareau M, Naze F, Delatte H, Thierry M, Varsani A,
Becker N, Reynaud B, Lett JM. 2007. Begomovirus „melting pot‟ in the south-
west Indian Ocean islands: molecular diversity and evolution through
recombination. J Gen Virol. 88: 3458-3468.
Ling KS, Howard FH, Simmons AM, Zhang SC, Jackson DM. 2011.
Experimental host range and natural reservoir of Sweet potato leaf curl virus in
the United States. Crop Protection 30: 1055-1062.
Loebenstein G, Thottappilly G. eds. 2009. The Sweet potato.Springer Sciences
Business Media BV. Dordrecht. The Netherlands.
Loebenstein G, Thottappilly G, Fuentes S, Cohen J. 2009. Virus and
Phytoplasma Diseases. En: Loebenstein G and Thottappilly G. The Sweet
Potato.Pp: 105-131.
Loebenstein G, 2014. Control of sweet potato virus diseases.Advances in Virus
Research 91. Cap. 2: 33-45.
Love SL, Rhodes BB, Moyer JW. 1987. Meristem-tip culture and virus
indexing of sweet potatoes. (Practical manuals for handling crop germplasm in
vitro). International Board for Plant Genetic Resources (IBPGR), Rome, Italy.
Lozano G, Trenado H P, Valverde R A, Navas-Castillo J. 2009. Novel
begomovirus species of recombinant nature in sweet potato (Ipomoea batatas)
and Ipomoea indica: Taxonomic and phylogenetic implications. J. Gen. Virol.
90:2550-2562.

- 76 -
Marca J. 1990. Multiplicación rápida de batata por micro-esquejes de un nudo y
hoja. Manual de germoplasma de batata o camote. Fascículo 2.3. Centro
Internacional de la Papa. Lima. Perú.
Martí H. 2007. Nutritiva, saludable, “casi perfecta”. Revista Alimentos
Argentinos Pp. 48-50.
Martí H. 2013a. Ciclo de cultivo y requerimientos ambientales. En: Martí H,
Chiandussi MC, Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el
gran cultivo y la huerta familiar. Pp. 12-16.
Martí H. 2013b. Plantación y manejo del cultivo. En: Martí H, Chiandussi MC,
Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el gran cultivo y la
huerta familiar. Pp. 25-29.
Martí H. 2013c. Cosecha y almacenamiento. En: Martí H, Chiandussi MC,
Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el gran cultivo y la
huerta familiar. Pp. 30-34.
Martí H. 2013d. Origen, denominación y descripción botánica. En: Martí H,
Chiandussi MC, Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el
gran cultivo y la huerta familiar. Pp. 6-11.
Martí H. 2013e. Problemas y oportunidades para el cultivo de batata ante la
intensificación de algunos planteos productivos y la incorporación de cultivares
más susceptibles a enfermedades. En: Sanidad en Cultivos Intensivos 2013.
Módulo 3: Batata, arveja, hortalizas de hoja y aromáticas. No hay sencillez que
no esconda sus vueltas. Estación Experimental Agropecuaria San Pedro. Pp: 8-
12.
Martí H, Chiandussi MC, Filippi M. 2013. Métodos de propagación. En: Martí
H, Chiandussi MC, Filippi M (eds). Producción agroecológica de batata para el
gran cultivo y la huerta familiar. Pp. 17-23.
Martin WJ. 1970. The production of russet crack in Jersey Orange sweet potato
by grafting on plants infected with either sweet potato leaf spot or internal cork
(Abst.) Phytopathology 60: 1302.

- 77 -
Moffat AS. 1999. Geminiviruses emerge as serious crop threat. Science 286
(5446): 1835.
Moyer JW, Abad GG. 2000. Sweet potato virus isolation, identification and
detection. 20 years later. In: Nakasawa Y, Ishiguro K (eds) Internationall
workshop on sweet potato cultivar decline study. Miyakonojo, Japan. Pp: 90-98.
Mukasa SB, Rubaihayo PR, Valkonen JPT. 2006. Interactions between a
crinivirus, an ipomovirus and a potyvirus in coinfected sweet potato plantas.
Plant Pathol.55: 458- 467.
Muturi P, Mwololo J, Mburu M, Njeru R, Kiarie N, Munyua J, Ateka E,
Muinga R, Kapinga R, Lemaga B. 2007. Strategies of maintaining sweetpotato
nurseries free from insect vectors that spread sweetpotato virus disease. African
Crop Science Conference Proceedings 8: 2071-74.
Mwanga R, Fuentes S. 2010. Sweetpotato. En: Quality declared planting
material. Protocols and standars for vegetatively propagated crops. FAO Plant
Production and Protection Paper 195.Pp: 81-88.
Ngailo S, Shimelis H, Sibiya J, Mtunda K. 2013. Sweet potato breeding for
resistance to sweet potato virus disease and improved yield: Progress and
challenges. African Journal of Agricultural Research 8 (25): 3202-3215.
Nome SF. 1973.Sweetpotato vein mosaic in Argentina. Phytopath Z. 77: 44-45.
Nome SF, Docampo D. 1974. Incidencia del virus del mosaico de las
nervaduras (sweet potato vein mosaic virus) en rendimientos en batata. IDIA-
INTA 315-316: 1-6.
North Carolina SweetpotatoComission. 2003. The healthiest vegetable around.
http://www.ncsweetpotatoes.com/cordell.htm. Consultado 10/04/2003.
Onwueme IC, Charles WB. 1994. Tropical root and tuber crops. FAO Plant
Production and Protection Paper 126 FAO of UN, Rome, Italy.
Pletsch R. 2006. El cultivo de la batata. Proyecto Regional de Pequeños y
Medianos Productores. INTA, Corrientes. 33pp.

- 78 -
Rodríguez Pardina PE, Bejerman N, Luque AV, Di Feo L. 2012a. Complete
nucleotide sequence of an Argentinean isolate of Sweet potato virus G. Virus
Genes: 45 (3): 593-595.
Rodríguez Pardina P, Luque A, Nome C, López Colomba E, Fuentes Delgado
S, Di Feo L. 2012b. First report of Sweet potato leaf curl virus infecting sweet
potato in Argentina. Australasian Plant Dis. Notes: 7 (1): 157-160.
Rukarwa RJ, Mahingaidze AV, Kyamanywa S, Mukasa SB. 2010. Detection
and elimination of sweet potato viruses.Afr. CropSci. J. 18: 223-233.
SAGPyA. 2008. Información de Producción Hortícola. Dirección de Mercados
Agroalimentarios. http://www.sagpya.mecon.gov.ar/new/0-
0/programas/dma/hortalizas/hortalizas.php.
Tugume A, Mukasa S, Valkonen J. 2008. Natural wild hosts of Sweet potato
feathery mottle virus show spatial differences in virus incidence and virus-like
diseases in Uganda. Phytopathology 98: 640-652.
Untiveros M., Fuentes S, Salazar LF. 2007. Synergistic Interaction of Sweet
potato chlorotic stunt virus (Crinivirus) with Carla-, Cucumo-, Ipomo-, and
Potyviruses Infecting Sweetpotato. Plant Dis. 91:669-676.
Valverde A, Clark C, Valkonen J. 2007. Viruses and Virus Disease Complexes
of Sweetpotato. Plant Viruses 1 (1): 116-126.
Woolfe JA. 1992. Sweetpotato, an untapped food resource. Cambridge
University Press, New York. 643pp.
Yamasaki S, Sakai J, Kamisoyama S, Goto H, Okuda M, Hanada K. 2009.
Control of Russet Crack disease in sweetpotato plants using a protective mild
strain of Sweet potato feathery mottle virus. Plant Disease 93 (2): 190- 194.