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revue
Transmission des Nepovirus
par les nématodes Longidoridae
G. Demangeat
UMR1131, Santé de la vigne
et qualité du vin, Inra,
Université Louis Pasteur de Strasbourg.
Laboratoire de Virologie et Vection,
28 rue de Herrlisheim,
68021 Colmar
<demangea@colmar.inra.fr>
Résumé.La propagation des virus de plante à plante est souvent assurée par des
organismes tiers appelés vecteurs. Une classe d’invertébrés souterrains, les
nématodes, peut jouer ce rôle. Des nématodes ectoparasites de la famille des
Longidoridae sont responsables de la transmission naturelle de virus appartenant
au genre Nepovirus selon un mode semi-persistant non circulant et non multi-
pliant. Cette transmission passive des particules virales se déroule au moment
des prises alimentaires des nématodes au niveau des racines. Seul un nombre
limité de Longidoridae est capable d’acquérir et de transmettre 12 des 32 Nepo-
virus décrits. Cette particularité reflète une interaction hautement spécifique et
solide qui lie le virus et son vecteur au niveau de l’appareil alimentaire du
nématode, probablement par l’intermédiaire d’un récepteur. L’étude du modèle
grapevine fanleaf virus/xiphinema index a montré que cette spécificité d’inter-
action est déterminée uniquement par la protéine de capside du virus.
Mots clés :Longidoridae, Nepovirus, transmission, spécificité virus-vecteur
Abstract.Transmission of plant viruses in nature often involves vectors which
are usually plant pests. A class of soil borne invertebrates acts in this way.
Ectoparasitic nematodes belonging to the Longidoridae family are responsible
for the transmission of viruses from the Nepovirus genus using a semipersistant,
non circulative mechanism. This passive transmission occurs during the feeding
process of the nematodes on actively growing roots. However, only a few
longidorid nematodes are able to acquire and subsequently transmit 12 of the 32
known Nepovirus. This singularity reflects a highly specific and strong associa-
tion between the virus and the vector likely via a putative receptor on the
cuticular lining of the oesophageal tract. Using a reverse genetics approach,
investigations on the Grapevine fanleaf virus/Xiphinema index virus-vector
association showed that the transmission specificity is solely determined by the
coat protein.
Key words:Longidoridae, Nepovirus, transmission, virus-vector specificity
Les virus de plantes ont en commun, avec tous les parasites,
l’obligation de se propager d’hôtes en hôtes pour pouvoir se
multiplier. Pour la majorité des virus de plante, cette étape
implique l’assistance d’un vecteur mobile qui est souvent
un ravageur ou un parasite des plantes. Pour une grande
partie des virus de plante, ce vecteur est un arthropode et
quelques fois un champignon (pour revue sur la transmis-
sion de virus de plante, voir Plumb [1]). Mais pour deux
genres de virus, les Tobravirus et les Nepovirus, ce vecteur
peut être un nématode ectoparasite souterrain.
Les virus du genre Nepovirus font partie de la famille des
Comoviridae. Ils possèdent un génome bipartite constitué
d’ARN simple brin de polarité positive protégé à l’intérieur
de particules icosaédriques. Seulement un tiers des népovi-
rus est transmis par les nématodes ectoparasites. Bien qu’il
existe pour plusieurs autres népovirus des évidences de
transmission via le sol impliquant des nématodes, le mode
de transmission naturel des autres népovirus est encore mal
Tirés à part : G. Demangeat
Virologie 2007, 11 (4) : 309-21
doi: 10.1684/vir.2007.0102
Virologie, Vol. 11, n° 4, juillet-août 2007
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connu. Cependant, leur dissémination peut être assurée
pour certains par le pollen ou la graine.
Trois genres très proches de nématodes Longidorous,Para-
longidorus et Xiphinema appartenant à la famille des
Longidoridae sont responsables de la transmission natu-
relle de plante à plante des népovirus. Ils sont transmis
selon un mode semi-persistant non circulant et non multi-
pliant. Une principale caractéristique de la transmission des
népovirus par nématodes est la spécificité élevée entre
l’espèce de nématode vectrice et son virus associé. Cette
spécificité est déterminée par la capacité du nématode à
retenir le virus au niveau de sites spécifiques (probablement
via un récepteur) dans l’appareil alimentaire du nématode.
Cette rétention spécifique s’étend sur des périodes très
longues.
Au cours des dernières années, les contributions scientifi-
ques concernant la biologie des népovirus, et en particulier
celle du grapevine fanleaf virus (GFLV), ont été importan-
tes [2-5]. Le développement des techniques moléculaires et
la connaissance de la biologie des népovirus ont permis de
donner un nouvel élan à l’étude des interactions entre les
népovirus et leurs vecteurs naturels, les nématodes.
Cet article présente les associations vecteurs-népovirus
connues à ce jour et fait le point sur les données récentes
acquises en ce qui concerne la biologie de la transmission et
les déterminants viraux impliqués dans la transmission des
népovirus par les nématodes avec une attention particulière
pour le GFLV et son vecteur naturel Xiphinema index.
Les nématodes, vecteurs de népovirus
1958, Hewit et al. [6] ouvraient une nouvelle voie de
recherche, celle de la transmission de virus de plante par
des nématodes ectoparasites. Ils ont montré que le GFLV,
principal agent responsable de la virose la plus grave
de la vigne, la maladie du court-noué, était transmis de
vigne à vigne par un nématode ectoparasite, X. index
(figures 1 et 2). Peu après, Jha et Posnette [7] ainsi
qu’Harrison et Cadman [8] mettaient également définitive-
ment en évidence le rôle de X. diversicaudatum dans la
vection de l’Arabis mosaic virus (ArMV), un autre népo-
virus très proche du GFLV également responsable de la
maladie du court-noué de la vigne. Depuis cette découverte
initiale, plus de 40 associations virus-vecteur ont été décri-
tes. Cependant, de nombreuses associations ont été révo-
quées parce que les informations qui les décrivaient ne
AB
Figure 1. A) Aspect général de Xiphinema index , le vecteur naturel du Grapevine fanleaf virus. La barre représente 1 mm. B) Larve de
Xiphinema en train de muer. La flèche rouge indique la larve néonate et la flèche noire indique la cuticule de mue à laquelle l’odontostyle
est resté accroché. La barre représente 0,1 mm.
100 nm
Figure 2. Cliché de microscopie électronique montrant des parti-
cules virales de GFLV après purification. La barre représente
100 nm.
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remplissaient pas les conditions nécessaires permettant
d’établir sans ambiguïté une interaction stricte entre le
vecteur et le virus [9].
Les trois genres Longidorus,Paralongidorus et Xiphinema
vecteurs des népovirus appartiennent à l’ordre des
Dorylaimida, sous-ordre des Dorylaimana, et à la famille
des Longidoridae [9-11]. Ils regroupent plus de 400 espè-
ces différentes mais un faible nombre parmi ces espèces a
été identifié comme vecteur de virus [9]. À ce jour, huit
espèces de Longidorus, une espèce de Paralongidorus et
neuf espèces de Xiphinema ont été démontrées comme
étant les vecteurs naturels de 12 des 32 népovirus connus
(tableau 1). Les nématodes de la famille des Longidoridae
sont vermiformes à tous les stades de développement. Il
n’existe pas de différence morphologique majeure entre les
adultes et chacun des stades de développement si ce n’est la
taille et quelques détails anatomiques peu apparents. Ce
sont des nématodes ectoparasites qui s’alimentent au ni-
veau des racines en croissance. Ils possèdent une gamme
d’hôtes très large qui s’étend des plantes annuelles au
plantes pérennes. Pour 15 des 18 espèces vectrices de
népovirus, la reproduction est parthénogénétique et, dans
ce cas, les mâles sont rares [11]. Les Longidoridae évoluent
du stade œuf vers le stade adulte en passant par 3 ou 4 stades
larvaires. En conditions naturelles, la majorité des espèces
ont un cycle de vie très long (plus d’un an) alors que, en
serre, en conditions contrôlées, ce cycle de vie peut être
réduit à quelques semaines [11]. Une caractéristique de la
biologie des nématodes est leur capacité de survie très
importante qui peut être supérieure à 5 ans. En effet, si les
conditions extérieures sont défavorables, les nématodes
entrent dans un cycle de quiescence pendant lequel leurs
Tableau 1.Associations spécifiques entre virus et vecteurs Longidorus,Paralongidorus et Xiphinema
Genres Espèces Népovirus Acronyme
Longidorus apulus Artichoke italian latent virus (isolat italien) AILV
arthensis Cherry rosette virus CRV
attenuatus Tomato black ring virus (isolat allemand/anglais) TBRV
diadecturus Peach rosette mosaic virus PRMV
elongatus Raspberry ringspot virus (isolat écossais) RpRSV
Tomato black ring virus (isolat écossais) TBRV
fasciatus Artichoke italian latent virus (isolat grecque) AILV
macrosoma Raspberry ringspot virus (isolat anglais) RpRSV
martini Mulberry ringspot virus MLRV
Paralongidorus maximus Raspberry ringspot virus (isolat vigne allemand) RpRSV
Xiphinema americanum sensu lato Cherry rasp leaf virus CRLV
Peach rosette mosaic virus PRMV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
americanum sensu stricto Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
bricolensis Tomato ringspot virus ToRSV
californicum Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
diversicaudatum Arabis mosaic virus ArMV
Strawberry latent ringspot virus * SLRV
index Grapevine fanleaf virus GFLV
intermedium Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
rivesi Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
tarjanense Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
* Le SLRV est maintenant assigné au genre Sadwavirus.
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fonctions biologiques sont arrêtées. Dès que des conditions
favorables sont restaurées, ils terminent alors leur cycle
biologique [10-12].
La présence de nématodes dans le sol est corrélée essentiel-
lement à deux paramètres qui sont la porosité et l’hygromè-
trie du sol [13]. Les Longidorus et les Xiphinema s’accom-
modent en général d’une assez grande variété de sols. La
distribution verticale des nématodes dans le sol dépend
avant tout de la disponibilité en racines. Les études les plus
complètes concernant la distribution verticale des némato-
des vecteurs de virus ont été réalisées dans les vignobles.
Les nématodes sont très rarement retrouvés dans la couche
superficielle du sol (0 à 30 cm), couche trop perturbée par
les travaux agricoles et les variations climatiques. La majo-
rité de la population de nématodes vecteurs de virus se
concentre entre 30 et 80 cm de profondeur correspondant
aux horizons les plus fortement colonisés par les racines
[14]. Cependant, il est tout à fait possible de retrouver les
nématodes jusqu’à 1,5 m de profondeur (vignoble de Côte-
d’Or) et même jusqu’à 3,6 m dans un vignoble californien
[11, 15].
Les Longidoridae vecteurs de virus sont essentiellement
endémiques en Europe et sur le continent nord-américain, à
l’exception de Longidorus martini, vecteur du Mulberry
ringspot virus, association localisée au Japon (figure 3)
[11, 16, 17]. Il est fortement probable que les nématodes et
leurs virus associés ont été dispersés depuis l’Europe et le
continent nord-américain vers l’Amérique du Sud,
l’Afrique du Sud, la Chine, l’Asie, l’Australie et la
Nouvelle-Zélande [17]. Certaines associations virus–
nématodes ont une distribution géographique très large. Par
exemple X.index et le GFLV sont présents dans la quasi
totalité des vignobles du monde [4]. Pour X. index,ilest
communément admis que l’aire d’origine pourrait être le
Moyen-Orient, région à partir de laquelle il aurait été dis-
séminé en même temps que la vigne dans l’ensemble du
bassin méditerranéen par les Phéniciens, les Grecs et enfin
les Romains. X. diversicaudatum, vecteur de l’ArMV, est
présent en Europe, en Asie, en Inde, au Canada et dans les
pays de l’ex-Union soviétique [11, 17, 18]. Les népovirus
nord-américains et leurs nématodes associés sont dissémi-
nés sur la totalité du continent nord-américain uniquement
Afrique
Xiphinema index
Amérique du Nord
Longidorus diadecturus
bricolensis
intermedium
rivesi
tarjanense
index
Xiphinema
americanum sensu
lato
americanum sensu
stricto
californicum
Amérique du Sud
Xiphinema
californicum
Ex-Union soviétique + Moyen Orient
Longidorus attenuatus
elongatus
macrosoma
Asie
Xiphinema index
Longidorus martini
diversicaudatum
Europe
Longidorus apulus
arthensis
attenuatus
elongatus
fasciatus
macrosoma
Paralongidorus maximus
index
Xiphinema index
diversicaudatum
Xiphinema
diversicaudatum
index
Figure 3. Distribution mondiale des nématodes Longidoridae, vecteurs de virus. Xiphinema index, vecteur du grapevine fanleaf virus, est
indiqué en rouge pour souligner sa répartition mondiale. D’après Brown et MacFarlane [17].
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[17]. En revanche, pour une grande partie des associations
virus-vecteur présentes en Europe, cette distribution géo-
graphique est plutôt restreinte à un pays, voire une région.
Ainsi L. apulus et L. faciatus, tous deux vecteurs de deux
sérotypes d’Artichoke italian latent virus (AILV), ont été
recensés en Italie et en Grèce respectivement [19, 20]. De
même L. arthensis et son virus associé, le Cherry rosette
virus (CRV), ont été mis en évidence localement dans la
région de la Arth, en Suisse [21].
X. italiae a également été proposé comme étant un vecteur
du GFLV [22]. Cependant, cette association n’a jamais été
confirmée par d’autres travaux [11, 16]. Il est donc fort peu
probable qu’il puisse être un vecteur spécifique du GFLV ;
par conséquent, X. index est considéré comme étant le seul
vecteur naturel du GFLV [11, 16].
Les Nepovirus transmis par nématodes
Les virus appartenant au genre Nepovirus appartiennent à
la famille des Comoviridae qui comprend également les
genres Comovirus et Fabavirus [23]. Les népovirus ont une
gamme d’hôtes naturels très large. Cette gamme d’hôtes
s’étend des plantes sauvages aux plantes cultivées annuel-
les ou pérennes. Elle est étroitement liée à celle de leurs
vecteurs associés. En effet, le seul hôte naturel connu du
GFLV est la vigne qui est également le seul hôte naturel de
X. index. En revanche, l’ArMV, transmis spécifiquement
par X. diversicaudatum, a une gamme d’hôtes beaucoup
plus large (arbres fruitiers, plantes à petits fruits, arbres et
arbustes ornementaux, cultures légumières, adventices)
parce que le nématode vecteur est beaucoup plus polyphage
que X. index. Les népovirus sont également inoculables
mécaniquement à de nombreuses plantes herbacées [2, 23].
Les symptômes induits par les népovirus sont très variés.
La multiplication du virus se manifeste par l’apparition au
niveau des feuilles d’anneaux chlorotiques, de panachures
réticulées, de jaunissements des nervures ou du limbe, de
mosaïques, de panachures. On peut également observer un
rabougrissement de la plante, une déformation des limbes,
une réduction de la vigueur [24]. Dans les cas extrêmes, la
multiplication du virus conduit à la mort des plantes infec-
tées (figure 4). La quantité et la qualité des récoltes sont
également affectées. Les pertes économiques engendrées
par ces virus peuvent être importantes et atteindre 80 %
pour la vigne. [4]. Cette grande variabilité des réponses à
l’infection dépend de la nature du virus ou de l’isolat viral,
de l’hôte, de l’âge de la plante et des conditions pédo-
climatiques de la culture. Au champ, les plantes naturelle-
ment infectées par les népovirus sont souvent réparties sous
forme de foyers. L’extension d’un foyer se fait en général
très lentement parce que la mobilité naturelle des némato-
des n’est que de quelques centimètres par an [9, 10].
Les particules virales sont non enveloppées, d’un diamètre
variant de 28 à 30 nm et de forme icosaédrique (figure 2).
La capside des népovirus est typiquement composée de
60 sous-unités d’un seul polypeptide variant de 52 à 60 kDa
[23]. Une structure cristallographique a été obtenue pour le
membre type des népovirus, le tobacco ringspot virus
(TRSV) [25]. La résolution du cristal de TRSV suggère que
la sous-unité de la capside des népovirus est repliée en trois
domaines identiques adoptant un repliement communé-
ment appelé jelly-roll. Les 60 sous-unités sont associées
entre elles pour former une capside selon une organisation
pseudo T = 3 [25]. Les particules virales protègent le gé-
nome viral qui est constitué de deux ARN, ARN1 et 2,
simple brin de polarité positive. L’extrémité 5’ de chaque
ARN est liée de manière covalente à une protéine virale, la
Vpg, et l’extrémité 3’ est polyadenylée. Certains isolats de
népovirus possèdent un ARN supplémentaire que l’on ap-
pelle ARN satellite [26], qui est encapsidé dans les mêmes
particules virales que les ARN génomiques. Les deuxARN
génomiques sont nécessaires pour déclencher une infection
mais l’ARN1 seul est capable de se répliquer dans les
protoplastes de plantes [5].
Chaque ARN est traduit en une polyprotéine qui est clivée
en protéines fonctionnelles grâce à une protéase codée par
l’ARN1. Ce processus de maturation des polyprotéines a
été étudié entre autres pour l’ArMV, le tomato black ring
virus (TBRV), le GFLV et le tomato ringspot virus
(ToRSV), principalement in vitro [2, 4, 5]. En plus de la
sous-unité de la capside, identifiée dans les plantes pour la
plupart des népovirus, certains des produits de maturation
ont été mis en évidence in vivo [2, 4, 5, 27]. Le GFLV, avec
le ToRSV, est l’un des népovirus pour lequel les connais-
sances sur la structure et l’expression du génome sont les
Figure 4. Parcelle de Chardonnay montrant des symptômes ca-
ractéristiques de la maladie du court-noué. La multiplication du
virus induit une dégénérescence progressive des ceps de vigne
qui conduit, dans certains cas, à la mort des pieds de vigne,
comme illustré sur cette photo par les ceps de vigne manquants au
sein d’un foyer de court-noué. Les chutes de rendement peuvent
atteindre 80 %.
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plus avancées [4, 5, 23]. La polyprotéine P1 codée par
l’ARN1 du GFLV est clivée en cinq protéines : 1A
(46 kDa), 1B
Hel
(88 kDa), 1C
VPg
(3 kDa), 1D
Pro
(24 kDa) et
1E
Pol
(92 kDa) (figure 5). Ces protéines sont libérées par un
clivage en cis au niveau de sites peptiques identifiés par
l’action de la protéine 1D
Pro
. Les comparaisons de séquen-
ces avec des virus très proches du GFLV suggèrent que la
protéine 1A soit un cofacteur de la protéase. La protéine
1B
Hel
, qui possède un domaine de fixation des nucléotides,
est supposée être une hélicase alors que la présence d’un
motif GDD permet de proposer une fonction polymérase
pour la protéine 1E
Pol
. L’étude de l’expression du génome
du GFLV a montré que la protéine 1C
VPg
est liée de manière
covalente à l’ARN viral. La maturation des polyprotéines a
été attribuée à la protéine 1D
Pro
[4]. Le clivage de la
polyprotéine P2 codée par l’ARN2 est réalisée en trans par
la protéase 1D
Pro
. Il conduit à la formation de trois protéi-
nes matures : 2A
HP
(28 kDa) impliquée dans la réplication
de l’ARN2, 2B
MP
(38 kDa) nécessaire au mouvement du
virus de cellule à cellule et 2C
CP
qui correspond à la
sous-unité de la capside du virus [4].
Il est important de préciser, à ce niveau, que le strawberry
latent virus (SLRV), transmis spécifiquement par X. diver-
sicaudatum, a été considéré comme un membre atypique du
genre Nepovirus. Ce virus, qui possède une capside consti-
tuée de deux sous-unités de tailles différentes et des homo-
logies de séquences avec les virus du genre Cheravirus et
ceux des familles Sequiviridae,Comoviridae,Picornaviri-
dae, est maintenant assigné au genre Sadwavirus. Ce genre,
tout comme les Cheravirus, n’est pour le moment rattaché
à aucune famille ou ordre [23].
Morphologies, alimentation
et transmission
Les Longidorus,Paralongidorus et Xiphinema sont des
nématodes de grande dimension car ils mesurent de 2 à
12 mm de long au stade adulte. Ils sont vermiformes à tous
les stades de leur développement. Pour l’ensemble des
Longidoridae, la morphologie de leur appareil alimentaire
est semblable (figure 6). Ils ont un long stylet creux de 60 à
250 lm au stade adulte qui permet d’atteindre les zones
vasculaires des jeunes racines. Dans sa partie antérieure, le
stylet est formé de l’odontostyle, partie la plus rigide du
stylet, qui est élaboré par une cellule située dans la paroi de
l’œsophage. Les larves en possèdent deux : le premier
fonctionnel et le second situé plus bas dans la paroi de
l’œsophage (figure 6). Ce dernier devient fonctionnel lors
de la mue, lorsque le nématode perd son odontostyle en
même temps que sa cuticule (figures 1 et 6). La partie
postérieure du stylet est l’odontophore dont la partie basale
est reliée aux muscles protracteurs qui permettent de faire
sortir entièrement l’odontostyle.
L’acquisition et la transmission de particules virales sont
deux étapes directement liées au comportement alimentaire
des nématodes. Chez les Longidoridae, les nématodes ex-
plorent la surface des cellules de racines avec leurs lèvres,
afin d’identifier une région propice à la prise alimentaire.
La cellule est ensuite pénétrée par une poussée rapide de
l’odontostyle. Le stylet est entièrement sorti et la racine est
pénétrée sur une épaisseur de plusieurs cellules. Après la
perforation des cellules, le contenu des glandes salivaires,
associées au bulbe œsophagien, est déversé dans la cellule.
ARN2 (3774 nt) / P2 : 112 kDa
1CVpg
(A)n
(A)n
C/A
C/A
C/S G/E R/G/E
R/G
1A
2AHP 2BMP 2CCP
1BHEL 1DPro 1EPol
ARN1 (7342 nt) / P1 : 253 kDa
Figure 5. Organisation génomique et expression des ARN1 et 2 du grapevine fanleaf virus (GFLV) isolat F3. Les deux ARN comportent
une longue phase de lecture ouverte représentée par les rectangles ombrés. Les séquences non codantes sont représentées par les
rectangles fins rouges aux extrémités de chaque phase codante. La Vpg est représentée par un cercle noir. Les sites de clivage au niveau
des deux polyprotéines et leurs séquences correspondantes sont indiqués par les triangles pleins et les lettres respectivement. Le nom
des protéines est indiqué à l’intérieur de chaque protéine produite.
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Ces sécrétions permettent de liquéfier le cytoplasme cellu-
laire de façon à permettre l’ingestion, les organites cellulai-
res ne pouvant pas être assimilés directement [28]. L’inges-
tion, qui peut durer plusieurs heures, s’effectue par des
contractions du bulbe œsophagien entrecoupées de pério-
des d’arrêt de quelques minutes, pendant lesquelles le pro-
cessus de salivation est repris. L’odontostyle est finalement
retiré et la prise alimentaire s’achève par quelques contrac-
tions du bulbe œsophagien. Un nématode peut vider le
contenu d’une quarantaine de cellules par heure. C’est au
cours de ces étapes d’alimentation, pendant lesquelles des
échanges entre la plante et le nématode sont réalisés, que se
déroule la transmission des particules virales. Parmi les
différentes étapes du processus alimentaire, trois sont pro-
prement liées à la transmission des virus [29]. Les particu-
les virales sont ingérées par le nématode avec la nourriture,
puis retenues spécifiquement au niveau de l’appareil ali-
mentaire et, enfin, relâchées lors du flux des sécrétions
produites par les glandes salivaires. L’efficacité de ces trois
étapes, et en particularité celle de l’étape d’adsorption et de
relargage des particules virales, détermine la capacité du
nématode à être un vecteur efficace ou non des virus [29].
Site de rétention des particules virales
Dans les nématodes vecteurs, les particules virales sont
adsorbées en des sites précis probablement en association
avec un récepteur présent au niveau de la cuticule interne de
l’appareil alimentaire. L’observation de coupes ultra-fines
réalisées à partir de nématodes virulifères ont permis de
montrer que, chez les Longidorus et sans doute les Para-
longidorus, les particules virales sont présentes exclusive-
ment entre l’odontostyle et la membrane «guide» (figure 6)
[30]. Chez les Xiphinema, les particules virales se répartis-
sent sur un segment de l’appareil alimentaire beaucoup plus
long que chez les Longidorus (figure 6). Elles sont adsor-
bées en une monocouche tapissant la cuticule de l’odonto-
phore, de l’œsophage et du bulbe œsophagien [11, 30, 31]
mais surtout la partie antérieure de l’odontophore [16]. Les
Longidorus et les Xiphinema diffèrent par leurs sites de
rétention des particules virales. Cette différence de locali-
sation et de surface de rétention explique probablement la
différence du temps de conservation des particules virales
entre les deux genres de nématodes. En effet, le temps de
rétention des particules virales est beaucoup plus important
chez les Xiphinema comparé au Longidorus (cf. infra). À
chaque mue, les particules virales sont éliminées parce que
la cuticule qui recouvre le tractus alimentaire et l’odonto-
phore est éliminée en même temps que l’odontotostyle
(figure 1). Les nématodes ne sont plus virulifères après la
mue et doivent se réalimenter sur une plante virosée pour
devenir à nouveau porteurs du virus [11].
L’adsorption des virus est un phénomène sélectif et spéci-
fique. L’incapacité des autres nématodes à transmettre des
particules virales reflète probablement l’absence ou une
nature différente des sites de rétention des particules vira-
les. Ainsi, l’ArMV transmis par X. diversicaudatum n’est
pas retrouvé au niveau de l’appareil alimentaire de L. elon-
gatus, bien qu’il soit détectable dans son intestin [13]. Par
ailleurs, X. index ne transmet pas l’ArMV parce que
l’ArMV n’est pas retenu par X. index [32]. L’indication de
l’existence d’un récepteur spécifique a été apportée par une
expérimentation de génétique classique. Le croisement
d’une population écossaise de X. diversicaudatum qui
transmet efficacement l’ArMV avec une population ita-
lienne qui transmet faiblement l’ArMV génère des indivi-
dus F1 dont l’efficacité de transmission est intermédiaire.
Cette efficacité de la transmission de l’ArMV augmente
avec la génération F2 mais n’atteint pas celle des parents
écossais de départ [33].
Le récepteur présent au niveau de la cuticule interne de
l’appareil alimentaire du nématode n’est pas connu. Néan-
Site de rétention
Longidorus
Site de rétention
Xiphinema
in bl gs oe osr mr od mp mg os
Figure 6. Partie antérieure des Longidoridae (stade larvaire). in : intestin ; bl : bulbe musculoglandulaire ; gs : glandes salivaires ; oe :
œsophage ; osr : odontostyle de remplacement ; mr : muscle rétracteur ; od : odontophore ; mp : muscle protracteur ; mg : membrane
guide ; Os : odontostyle. L’accolade noire indique la localisation des particules virales chez les Longidorus et l’accolade rouge celle chez
les Xiphinema au niveau de l’appareil alimentaire du nématode.
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moins, chez X. index et X. diversicaudatum, la cuticule de
l’odontophore et de l’œsophage peut être colorée à l’acide
périodique. Cette coloration indique que ces zones sont
tapissées de carbohydrates [34]. Sachant que les particules
virales ne sont immobilisées que dans ces zones, il a été
proposé que ces carbohydrates pourraient interagir avec des
structures à la surface des particules virales. Cependant, ce
type de coloration n’a pas pu être mis en évidence chez les
nématodes du genre Longidorus, ce qui suggère un autre
mécanisme de rétention des particules virales pour ce
genre.
Nepovirus-nématodes :
une interaction solide
Une des caractéristiques de l’association virus-vecteur est
sa persistance dans le temps qui se traduit au champ par une
contamination des nouvelles plantations quasi perpétuelle,
même après de très longues périodes de jachère. Cette
longévité de l’association est étroitement liée à la biologie
des nématodes qui ont des cycles de vie très longs, un faible
taux de reproduction et des possibilités de survie dans des
biotopes où les conditions biotiques et abiotiques sont
fluctuantes. Ils peuvent également persister dans des sols en
exploitation où la nature des cultures se succède parce que
la plupart des Longidoridae sont très polyphages. Deux
exemples peuvent illustrer cette persistance. Une cartogra-
phie fine de la distribution des nématodes a été reconduite
30 ans après arrachage d’une parcelle de framboisiers
fortement infectée par l’ArMV et son vecteur associé, X.
diversicaudatum. Cette nouvelle analyse montre une pré-
sence et une distribution identique du vecteur et de son
virus associé à celle qui existait 30 ans auparavant malgré la
succession de périodes de jachères et de différentes cultures
qui, dans certains cas, n’étaient pas des hôtes connus du
vecteur et/ou du virus [35]. L’association GFLV-X. index
est également un autre exemple de longévité de l’associa-
tion virus-vecteur. Après une période de 6 ans de repos du
sol (sans aucune plante) dans une parcelle de vigne totale-
ment contaminée par X. index et le GFLV, 6 % des nouvel-
les plantes de vigne sont réinfectées par le GFLV [36]. De
même, 5 ans de jachère n’ont pas réussi à éliminer X. index
et GFLV dans une parcelle naturellement infectée [15].
Pour espérer une éradication de la totalité de la population
des X. index virulifères d’une parcelle de vigne, il est
recommandé de laisser le sol en jachère totale pendant une
période de 7 ans minimum [37, 38].
Ces données de persistance observées sur le terrain sont
corroborées par des données expérimentales obtenues
en conditions contrôlées. Ainsi, X. americanum et
X. diversicaudatum sont tous deux capables de transmettre
leur virus associé, le TRSV et l’ArMV respectivement
après 9 mois de conservation en conditions contrôlées [39,
40]. Après deux ans de conservation en conditions contrô-
lées en l’absence de plante hôte, X. rivesi reste capable de
transmettre le ToRSV à des plantes pièges [41]. Des expé-
rimentations contrôlées ont également permis de montrer la
persistance de l’association X. index-GFLV. Des échan-
tillons de sol provenant d’une parcelle de vigne naturelle-
ment contaminée ont été conservés à 20 et 7 °C pendant
4 ans en l’absence de plante hôte. Pendant ces 4 années de
conservation, la population initiale de X. index diminue
significativement mais des individus vivants (adultes et
larves) peuvent être isolés pour les deux conditions de
stockage [37]. Dans ces nématodes vivants, isolés après
4 ans de stockage, la présence du GFLV a été clairement
mise en évidence [37]. Cette capacité de survie en l’absence
de plante hôte ou lors de conditions défavorables corres-
pondrait à un arrêt de l’ensemble du métabolisme du néma-
tode conduisant à un blocage du développement des néma-
todes [12]. Des nématodes appartenant aux genres
Paralongidorus maximus et Xiphinema pachtaicum ont été
observés fortement enroulés sur eux-mêmes dans du sol en
état de dessication. Des comportements similaires ont été
observés dans notre laboratoire à partir d’élevages de
X. index laissés en serre sans arrosage pendant de longues
périodes (observations non publiées). Un rétablissement
partiel de l’hygrométrie a restauré une activité de ces néma-
todes.
Bien que les nématodes du genre Longidorus possèdent les
mêmes capacités de survie que les Xiphinema, ils retiennent
les particules virales pendant des périodes bien moins im-
portantes puisque cette période n’est que de quelques se-
maines [11, 13]. Cette différence de temps de persistance
des particules virales est probablement liée à la différence
de localisation des particules virales entre les deux genres
de nématode.
Identification et caractérisation
moléculaire des vecteurs et des virus
Les nématodes font partie des espèces animales les plus
difficiles à identifier. La caractérisation de leurs différentes
espèces est classiquement fondée sur des mesures très
précises des individus et sur des critères morphologiques.
Cependant, leurs populations ne sont pas toujours homogè-
nes. Elles sont souvent constituées par des individus à
différents stades de développement ou correspondent à des
mélanges d’espèces/genres différents, ce qui est le cas le
plus général sur le terrain. De plus, elles partagent entre
elles beaucoup de caractéristiques morphologiques com-
munes. L’ensemble de ces caractéristiques fait que le tra-
vail d’identification des nématodes reste très difficile et
réservé à des experts. La difficulté de l’identification des
Longidoridae est encore accrue par le fait que ces némato-
des sont souvent présents en faible effectif à plusieurs
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Virologie, Vol. 11, n° 4, juillet-août 2007
316
stades de développement. La caractérisation des virus dans
les nématodes est un défi supplémentaire.
L’essor de la biologie moléculaire et la connaissance du
génome des nématodes ont permis de proposer des appro-
ches moléculaires pour identifier certaines espèces de
Longidoridae qu’elles soient vectrices ou non de virus.
Fondés sur la connaissance des séquences correspondant
aux ITS (internal transcribed spacer), des protocoles
d’amplification de fragments d’ADN par PCR (polymerase
chain reaction) multiplex utilisant des amorces spécifiques
ont été développés. Ils permettent de différencier
spécifiquement 9 espèces de Xiphinema et 8 espèces de
Longidorus qui sont très proches morphologiquement les
unes des autres [42-45]. Ces procédures multiplex sont
suffisamment sensibles pour permettre l’identification d’un
seul individu, quel que soit son stade de développement
(larves ou adulte) [42-44]. Elles permettent également
l’identification d’un individu dans un mélange de plusieurs
espèces et/ou genres. Elles sont particulièrement intéres-
santes parce que l’identification classique des espèces (me-
sures et caractéristiques morphologiques) est établie prin-
cipalement à partir des adultes qui ne sont pas toujours
présents en nombres suffisants dans les échantillons. Elles
sont reproductibles, très sensibles (1 nématode cible dé-
tecté en mélange parmi 800 autres) et faciles à mettre en
œuvre [44].
Tout comme l’identification des nématodes, la caractérisa-
tion de la présence de virus dans les populations de Longi-
doridae nématodes est une étape délicate. Cette étape est
souvent nécessaire pour connaître le potentiel infectieux
des nématodes prélevés sur les terrains ou dans le cadre
d’études plus fondamentales afin d’étudier la nature des
interactions virus-vecteur. Pendant longtemps, la présence
de virus dans les nématodes était évaluée de manière indi-
recte en mettant les nématodes isolés en contact avec un
hôte sensible au nématode et au virus [11]. Cette procédure
est longue, fastidieuse et nécessite des structures importan-
tes. L’utilisation de l’immunomicroscopie directe ou indi-
recte par fluorescence permet de mettre en évidence la
présence du virus dans un seul nématode [30, 46]. Cepen-
dant, elle demande des équipements coûteux et une exper-
tise en microscopie. Le test Elisa (enzyme linked immuno-
sorbent assay) a été utilisé avec succès pour détecter les
particules virales, principalement pour rechercher le GFLV
dans des populations de X. index [47-49]. Bien que très
facile d’utilisation, il nécessite un nombre important de
nématodes pour permettre une détection efficace du virus
[48, 49]. Cette condition n’est pas toujours compatible avec
les effectifs isolés à partir des échantillons de sol. En
parallèle au développement des méthodes moléculaires
permettant de caractériser les espèces de Longidoridae, des
protocoles sensibles et reproductibles amplifiant une partie
du génome du virus hébergé par les nématodes ont été mis
en œuvre. À partir des ARN totaux extraits de nématodes,
des expérimentations RT-PCR (reverse transcription-
polymerase chain reaction) amplifiant spécifiquement une
partie du génome du virus (le plus souvent le gène codant
pour la sous-unité de la capside) ont été développées [18,
50-52]. Ces techniques permettent de détecter efficacement
le virus hébergé par un seul nématode [50, 51]. Tout comme
la caractérisation moléculaire des nématodes, la mise en
évidence des virus dans les nématodes est reproductible et
sensible. Il est potentiellement envisageable d’identifier un
X. index virulifère parmi 3000 nématodes avirulifères [50].
De plus, dans le cas du couple X. index-GFLV, le ou les
isolats de virus hébergés par un nématode peuvent être
caractérisés par RFLP [50] ou par PCR en temps réel [51].
Nepovirus-nématodes :
une interaction spécifique déterminée
par la protéine de capside du virus
Tous les nématodes phytophages qui s’alimentent au ni-
veau de plantes infectées ont la possibilité d’acquérir et de
transmettre des particules virales. Cependant, sur environ
3500 espèces de nématodes phytophages, 18 appartenant
au genre Longidorus ;Paralongidorus et Xiphinema sont
les vecteurs de 12 des 32 népovirus décrits (tableau 1).
Cette situation soulève deux questions : pourquoi si peu de
nématodes sont-ils capables de transmettre des virus et
pourquoi un nombre limité d’espèces virales du genre Ne-
povirus ont-elles comme vecteurs naturels les nématodes ?
L’une des raisons réside probablement dans le fait qu’il
existe une interaction très spécifique entre le vecteur et son
virus associé.
Spécificité d’association
Cette spécificité concerne principalement les Longidoridae
,
vecteurs présents en Europe. On ne retrouve pas, du moins
à un même niveau, cette spécificité pour le groupe des
népovirus nord-américains et leurs vecteurs associés. Elle
est relativement complexe et se situe à différents niveaux
(tableau 1). En effet, l’analyse des associations virus-
vecteur a mis en évidence que certains népovirus sont
associés à une espèce définie de nématode. C’est le cas de
L. apulus qui transmet l’AILV, isolat italien. Cependant,
une espèce de nématode peut transmettre plus d’un virus.
Ainsi, X.diversicaudatum peut transmettre l’ArMV et le
SLRV alors que L. elongatus est le vecteur du raspberry
ringspot virus (RpRSV) et du TBRV. Les observations de
terrain ont également montré que deux népovirus proches
revue
Virologie, Vol. 11, n° 4, juillet-août 2007
317
mais sérologiquement distincts peuvent être transmis par
deux nématodes différents appartenant au même genre.
Ainsi, le GFLV et l’ArMV, deux népovirus très proches,
sont transmis spécifiquement par X. index et par
X. diversicaudatum respectivement. Il en est de même des
isolats écossais et anglais du RpRSV qui sont transmis
spécifiquement par L. elongatus et L. marcosoma respecti-
vement bien qu’ils possèdent des propriétés antigéniques
communes. Cependant, quand deux variants d’un même
virus ne présentent que de très faibles différences sérologi-
ques entre eux, ils sont généralement transmis par le même
vecteur. Ainsi, L. elongatus transmet efficacement la sou-
che écossaisse du RpRSV ainsi que deux autres variants de
ce même virus. L’isolement géographique de certaines
associations conduit quelques fois à un très fort niveau de
spécificité. Ainsi, un isolat italien du SLRV ne peut être
transmis que par une population locale de X. diversi-
caudatum [11, 33].
Sur le continent nord-américain, la principale espèce vec-
trice de virus est le groupe des X. americanum (tableau 1)
dont la classification dans ce groupe reste encore très
controversée. En effet, l’avis général actuel porte à plus de
40 le nombre d’espèces appartenant à ce groupe. La totalité
du complexe d’espèces est inclus dans le groupe
X. americanum sensu lato dans lequel des différences mor-
phologiques entre les espèces sont mineures et peu de
taxonomistes sont capables de les différentier. L’une des
espèces de ce groupe est X. americanum sensu stricto pour
laquelle il y a une identification claire. Plusieurs espèces de
X. americanum transmettent indifféremment deux, trois ou
quatre virus différents. Même s’il existe des spécificités de
transmission entre certains virus et certaines populations,
cela concerne des populations et des isolats très localisés. Il
semble donc que la spécificité d’association entre les népo-
virus américains et leurs vecteurs soit plus complexe que
celle observée pour les vecteurs de virus européens.
Pour qualifier la nature des associations entre virus et
vecteur, Brown et Weischer [29] ont proposé le concept
d’association « exclusive » et « complémentaire ». D’après
ce concept, l’exclusivité correspond aux situations où une
espèce de nématode transmet un virus ou une souche virale
sérologiquement caractérisée. Réciproquement, ce virus ou
cette souche virale n’est transmisse que par un seul vecteur.
L’exclusivité concerne sept associations virus-vecteurs. La
complémentarité, qui concerne le reste des associations, est
définie pour les situations où une espèce de nématode peut
transmettre plusieurs virus ou souches de virus sérologi-
quement distinctes.
Déterminants viraux impliqués dans la spécificité
de la transmission des népovirus
L’analyse des associations virus-vecteurs suggère un
rôle potentiel de la capside dans la spécificité de trans-
mission puisque celle-ci est étroitement liée aux proprié-
tés antigéniques des particules virales. Ce rôle potentiel
de la capside du virus a été renforcé par le travail effectué
en utilisant des isolats pseudo-recombinants obtenus
avec deux souches différentes du RpRSV. En effet, la
souche S (écossaise) du RpRSV est transmisse par
L. elongatus
alors que la souche E (anglaise) est transmise
par L. macrosoma. Différentes combinaisons de pseudo-
recombinants ont été réalisées à partir de ces deux souches
et leur transmissibilité par L. elongatus a été évaluée. Ces
travaux ont permis de montrer que les pseudo-
recombinants contenant l’ARN2 de la souche S sont plus
fréquemment transmis que ceux contenant l’ARN2 de la
souche E [53]. Des travaux identiques ont été menés avec
deux souches de TBRV : beet ringspot (transmise par
L. elongatus)etpotato bouquet (transmise par
L. attenuatus). L’étude de la transmissibilité par
L. elongatus des isolats pseudo-recombinant a montré que
le pseudo-recombinants contenant l’ARN1 du sérotype
potato bouquet et l’ARN2 du sérotype beet ringspot est
transmis par le nématode L. elongatus. L’analyse de la
transmissibilité des isolats pseudo-recombinants construits
à partir des souches de RpRSV et du TBRV indique claire-
ment que les déterminants viraux impliqués dans la trans-
mission sont codés par l’ARN2 [54]. Ces expérimentations
ne permettent pas d’attribuer la spécificité à l’un ou à l’autre
des trois gènes codés par l’ARN2, mais elles renforcent le
rôle de la capside du virus qui est codée par l’ARN2.
La production de transcrits infectieux du GFLV [4] a per-
mis de poursuivre ce travail sur l’identification des déter-
minants viraux dans la spécificité de transmission des népo-
virus. Sur l’idée des travaux effectués avec les pseudo-
recombinants, des ARN2 chimériques ont été développés
en remplaçant les séquences codantes du GFLV par les
séquences codantes correspondantes de l’ArMV, un népo-
virus très proche du GFLV qui est transmis spécifiquement
par X. diversicaudatum mais pas par X. index (figure 7).
Après étude des propriétés biologiques des ARN chiméri-
ques, la transmissibilité de virus recombinants par X. index
a été étudiée. Les virus chimériques, qui possèdent une
capside de nature GFLV, sont transmis par X. index aussi
efficacement que le GFLV. En revanche, les virus chiméri-
ques, qui possèdent une capside de nature ArMV, ne sont
plus transmis par X. index tout comme l’ArMV (figure 7).
L’utilisation des ARN2 chimériques a permis d’exclure de
la spécificité de transmission les protéines 2A
HP
et 2B
MP
et
indique clairement que la 2C
CP
porte les déterminants
viraux de la spécificité de transmission du GFLV par
X. index [32, 55]. Cela constitue la première preuve molé-
culaire de l’implication de la capside dans le mécanisme de
la transmission.
revue
Virologie, Vol. 11, n° 4, juillet-août 2007
318
Conclusion
Depuis la mise en évidence de l’implication de nématodes
ectoparasites souterrains dans la transmission de virus de
plantes, des connaissances significatives ont été acquises
dans la compréhension des relations qui relient les trois
partenaires du pathosystème plante-népovirus-nématode.
L’accès à la connaissance du génome des népovirus, et
maintenant de celui des nématodes, aidé par des outils
moléculaires très performants, ont largement permis de
faire évoluer cette discipline de la description des paramè-
tres de la biologie de la transmission vers l’élucidation des
mécanismes moléculaires de la transmission.
Une caractéristique importante de ce pathosystème est la
spécificité élevée qui lie le vecteur et le virus. Chaque
népovirus est transmis par un ou plusieurs nématodes bien
identifiés. Les expériences antérieures suggéraient forte-
ment le rôle de la capside du virus dans cette spécificité de
transmission. La possibilité d’introduire des mutations
dans le génome du GFLV a permis d’apporter la preuve
moléculaire de l’implication de la capside dans la spécifi-
cité de transmission du GFLV par son vecteur X. index.
Cette approche moléculaire devrait permettre également de
caractériser le ou les domaines de la capside du virus en
interaction avec la cuticule de l’appareil alimentaire du
nématode. L’ensemble de ces acquis pourrait permettre,
par la suite, l’identification du récepteur.
Une caractéristique remarquable de ces associations virus-
vecteurs est la longévité de l’interaction entre les némato-
des du genre Xiphinema et leurs virus associés. X. index est
capable de survivre et de conserver le GFLV en conditions
contrôlées pendant au moins 4 ans en l’absence de toute
plante hôte. Cette longévité des interactions Xiphinema-
Nepovirus contraste avec celle existante chez les Longido-
rus qui n’est que de quelques semaines. À la lumière d’une
localisation différente des particules virales entre les deux
genres, cette différence suggère un mécanisme différent de
la transmission des népovirus par les Longidorus.
Des efforts importants ont également été apportés dans le
développement d’outils moléculaires sensibles et repro-
ductibles permettant de différencier les principales espèces
de nématode vecteur de virus parmi des populations non
vectrices de virus. Des outils similaires ont également été
développés pour caractériser la présence de particules vira-
les retenues par les nématodes. Ces outils trouvent toute
leur application dans les investigations permettant d’éluci-
der les mécanismes moléculaires de la transmission et
offrent la possibilité de définir le potentiel infectieux des
sols entre deux cultures.
L’ensemble des caractéristiques biologiques des associa-
tions nématodes-Nepovirus, et plus particulièrement la lon-
gue survie des Xiphinema porteurs de virus en l’absence de
toute plante hôte, peut expliquer l’inefficacité des méthodes
de lutte actuelles contre les principales maladies à virus
transmises par nématodes. Nos travaux avec le modèle X.
index-GFLV indiquent que des efforts de recherche doivent
porter sur de nouvelles stratégies de lutte comme le déve-
loppement de plantes résistantes au virus et/ou aux néma-
todes. Il semble que seule une approche génétique puisse
apporter une solution efficace et durable contre les maladies
à virus transmises par les nématodes.
Remerciements. L’auteur remercie Catherine Reinbold pour la
réalisation du cliché de microscopie électronique.
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GFLV ARN2
ArMV ARN2
2AHP 2BMP 2CCP
+
+
+
0
0
Transmissibilité
X. index
Figure 7. Construction des ARN2 chimériques réalisés à partir des ADNc correspondant à l’ARN2 du grapevine fanleaf virus (GFLV)
(rectangles rouges) et de l’ArMV (rectangles gris). Les gènes 2A
HP
,2B
MP
et 2C
CP
du GFLV ont été échangés par leurs équivalents ArMV.
La transmissibilité des virus chimériques par X. index a été évaluée et comparée à celle des virus sauvages GFLV et ArMV.
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